ISO 24381:2023
(Main)Bee propolis — Specifications
Bee propolis — Specifications
This document specifies the quality requirements, analytical methods, and packaging, marking, labelling, storage and transportation conditions for bee propolis. This document is applicable to propolis collected from beehives of Apis mellifera colonies, i.e. raw propolis.
Propolis d’abeille — Spécifications
Le présent document spécifie les exigences relatives à la qualité, les méthodes d’analyse, ainsi que les conditions d’emballage, de marquage, d’étiquetage, de stockage et de transport de la propolis d’abeille. Le présent document est applicable à la propolis récoltée dans les ruches d’abeilles Apis mellifera, c’est-à-dire à la propolis brute.
General Information
Standards Content (Sample)
INTERNATIONAL ISO
STANDARD 24381
First edition
2023-11
Bee propolis — Specifications
Propolis d’abeille — Spécifications
Reference number
© ISO 2023
All rights reserved. Unless otherwise specified, or required in the context of its implementation, no part of this publication may
be reproduced or utilized otherwise in any form or by any means, electronic or mechanical, including photocopying, or posting on
the internet or an intranet, without prior written permission. Permission can be requested from either ISO at the address below
or ISO’s member body in the country of the requester.
ISO copyright office
CP 401 • Ch. de Blandonnet 8
CH-1214 Vernier, Geneva
Phone: +41 22 749 01 11
Email: copyright@iso.org
Website: www.iso.org
Published in Switzerland
ii
Contents Page
Foreword .iv
Introduction .v
1 Scope . 1
2 Normative references . 1
3 Terms and definitions . 1
4 Requirements . 3
4.1 Classification of raw propolis types . 3
4.1.1 Temperate, Mediterranean and boreal, brown, Populus spp. propolis . 3
4.1.2 Tropical, green, Baccharis dracunculifolia propolis . 3
4.1.3 Tropical, red, Dalbergia and Clusia propolis . 3
4.1.4 Other types of propolis . 3
4.2 Physical and chemical requirements . 3
4.3 Traceability requirements . 4
5 Test methods . 4
5.1 Reagents . 4
5.2 Sample collection . . . 5
5.3 Sample preparation . 5
5.4 Test methods for physical and chemical requirements . 5
6 Packaging, marking, labelling, storage and transportation . 5
6.1 Packaging . 5
6.2 Marking (label and/or certificate) . 5
6.3 Labelling . 5
6.4 Storage and transportation . 6
Annex A (normative) Ethanol extractables of raw propolis (as dry matter) .7
Annex B (normative) Loss on drying determination . 9
Annex C (normative) Ash content in raw propolis .11
Annex D (normative) Petroleum ether extractables of raw propolis (as dry matter) .13
Annex E (normative) Total phenolic content .15
Annex F (Normative) Total flavonoids content (aluminium chloride method) .18
Annex G (Normative) Total flavonoids content (polyamide method) .20
Annex H (normative) Chemical characterization of polyphenols in poplar propolis —
HPLC/MS .24
Annex I (normative) Chemical characterization of polyphenols in green propolis — HPLC/
PDA . .38
Annex J (normative) Chemical characterization of polyphenols in red propolis by HPLC-
PDA and HPLC-MS .43
Annex K (normative) Determination of antioxidant capacity by DPPH .47
iii
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards
bodies (ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out
through ISO technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical
committee has been established has the right to be represented on that committee. International
organizations, governmental and non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work.
ISO collaborates closely with the International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of
electrotechnical standardization.
The procedures used to develop this document and those intended for its further maintenance are
described in the ISO/IEC Directives, Part 1. In particular, the different approval criteria needed for the
different types of ISO document should be noted. This document was drafted in accordance with the
editorial rules of the ISO/IEC Directives, Part 2 (see www.iso.org/directives).
ISO draws attention to the possibility that the implementation of this document may involve the use
of (a) patent(s). ISO takes no position concerning the evidence, validity or applicability of any claimed
patent rights in respect thereof. As of the date of publication of this document, ISO had not received
notice of (a) patent(s) which may be required to implement this document. However, implementers are
cautioned that this may not represent the latest information, which may be obtained from the patent
database available at www.iso.org/patents. ISO shall not be held responsible for identifying any or all
such patent rights.
Any trade name used in this document is information given for the convenience of users and does not
constitute an endorsement.
For an explanation of the voluntary nature of standards, the meaning of ISO specific terms and
expressions related to conformity assessment, as well as information about ISO's adherence to
the World Trade Organization (WTO) principles in the Technical Barriers to Trade (TBT), see
www.iso.org/iso/foreword.html.
This document was prepared by Technical Committee ISO/TC 34, Food products, Subcommittee SC 19,
Bee products.
Any feedback or questions on this document should be directed to the user’s national standards body. A
complete listing of these bodies can be found at www.iso.org/members.html.
iv
Introduction
Propolis is a resinous substance produced by worker bees combining plant resins and/or fragments of
newly formed buds with their salivary and wax gland secretions.
The chemical composition of propolis is quite complex. Hundreds of natural compounds such as
flavonoids and phenolic acids have been identified in propolis. Different geographical and plant sources,
bee species, production methods, etc., have a significant influence on the chemical composition of
propolis.
For the purposes of this document, propolis is divided into Populus, Baccharis and Dalbergia types (the
primary sources) and opens the opportunity in the future to cover other types, such as Araucaria spp.,
Betula spp., Castanea spp., Clusia spp., Cupressus spp., Eucalyptus spp., Macaranga spp., Symphonia spp.,
and the mixed plant source propolis (this list is not exhaustive). Only propolis produced by Apis mellifera
bees is covered in this document.
Scientific literature predominantly relates to three main propolis types (brown, green and red) of
which brown (Populus) and green (Baccharis) propolis are the main types traded internationally. This
document considers the complex chemical composition of propolis, and the influences that geographical
and plant species variation, and honey bee sub-species have on the proximate, flavonoid and phenolic
composition of propolis. Propolis is rich in polyphenols, in particular flavonoids, phenolic acids and
derivatives, which can be involved in the biological activities. The decisions made about the types,
methodologies and requirements included in this document were based on the scientific literature
available at the time.
This document sets out the terms, definitions, classification, quality requirements, authenticity
requirements, test method procedures, transportation, storage conditions and packing marks. It aims
to provide a document for the classification and quality control for the international trade of raw
propolis.
v
INTERNATIONAL STANDARD ISO 24381:2023(E)
Bee propolis — Specifications
1 Scope
This document specifies the quality requirements, analytical methods, and packaging, marking,
labelling, storage and transportation conditions for bee propolis.
This document is applicable to propolis collected from beehives of Apis mellifera colonies, i.e. raw
propolis.
2 Normative references
The following documents are referred to in the text in such a way that some or all of their content
constitutes requirements of this document. For dated references, only the edition cited applies. For
undated references, the latest edition of the referenced document (including any amendments) applies.
ISO 22005, Traceability in the feed and food chain — General principles and basic requirements for system
design and implementation
3 Terms and definitions
For the purposes of this document, the following terms and definitions apply.
ISO and IEC maintain terminology databases for use in standardization at the following addresses:
— ISO Online browsing platform: available at https:// www .iso .org/ obp
— IEC Electropedia: available at https:// www .electropedia .org/
3.1
antioxidant capacity
ability of a substance that retards deterioration of oxidation
3.2
ash content
incombustible component remaining after a sample of raw propolis (3.17) is completely burnt
3.3
authenticity requirement
requirement that the addition of resins, extracts or any compounds, and/or bioactive substances in raw
propolis is not allowed
3.4
balsamic
relating to or containing balsam
3.5
beeswax
honey bee secretions including mixtures of substituted long-chain aliphatic hydrocarbons, containing
alkanes, alkyl esters, fatty acids, primary and secondary alcohols, diols, ketones and aldehydes
3.6
contaminant
substance not intentionally added to propolis, which is present as a result of a process such as production
to harvesting, manufacture, processing, preparation, treatment, packing, packaging, transport or
holding of the product, or because of environmental contamination
3.7
ethanol extractables of propolis (as dry matter)
content obtained after an exhaustive extraction process using ethanol (80 % volume/volume) as the
extractor solvent
Note 1 to entry: Also known as genuine, crude, balsamic and dry extract of propolis.
3.8
petroleum ether extractables of propolis (as dry matter)
content obtained after an exhaustive extraction process using petroleum ether as an extraction solvent
3.9
flavonoids
class of plant and fungus secondary metabolites that have the general structure of a 15-carbon skeleton
(abbreviated C6-C3-C6), consisting of two phenyl rings (A and B) and a heterocyclic ring (C) that
includes subgroups of flavones, flavonols, flavanones, flavanonols, flavanols or catechins, anthocyanins
and chalcones
3.10
harvesting
mechanical process used to remove raw propolis from the hive where it is deposited by the Apis mellifera
3.11
loss on drying
amount of all volatile substances present in propolis sample, including moisture, that is lost in drying at
105 °C for 1 h
3.12
phenolic acids
carboxylic acids derived from either benzoic or cinnamic acid skeletons
3.13
plants of propolis source
plants of different geographical and botanical origin, which produce resinous balsamic exudates that
are collected and converted into propolis (3.15) in beehives by Apis mellifera bees
3.14
polyphenols
natural organic molecules widely present in the plant kingdom, which are the main active ingredients
of propolis, and are characterized by the presence of multiple phenolic groups associated in complex
structures, some of them with high molecular mass
3.15
propolis
resinous balsamic mixture, exclusively of natural and plant origin, harvested by worker bees of the
species Apis mellifera from newly formed buds, flower buds and exudates of specific plants of propolis
source (3.13), to which the bees add their own secretions, mostly from their salivary and wax glands,
and use it to protect the honey bee and colony health
3.16
propolis extract
components, derived from raw propolis (3.17) devoid of foreign matter, that are soluble in solvents
generally recognized as safe (GRAS) for human consumption
3.17
raw propolis
propolis produced by Apis mellifera without any external intervention, except the removal from the hive
3.18
total phenolic content
total amount of any compound with a hydroxyl group linked directly to a benzene ring
3.19
traceability
ability to follow the movement of propolis through specified stage(s) of production, processing and
distribution
4 Requirements
4.1 Classification of raw propolis types
4.1.1 Temperate, Mediterranean and boreal, brown, Populus spp. propolis
Poplar propolis can be brownish yellow, brownish red, brown, yellowish-brown, greyish-brown,
greenish-brown or grey-black. The main botanical source is Populus spp. However, several other
botanical sources can be present. At 20 °C to 24 °C, it appears as a lump shape or broken grains
shape, and becomes soft, malleable and sticky with the increase of temperature above 30 °C. There
is a characteristic balsamic and resinous aroma of Poplar propolis. The taste is slightly bitter, a little
astringent and micro-tingly.
4.1.2 Tropical, green, Baccharis dracunculifolia propolis
Baccharis propolis is yellowish-green, green, greenish, greenish-brown and brown. The main botanical
source is Baccharis dracunculifolia. At 20 °C to 24 °C, it appears strip shape and broken grains shape, and
becomes malleable at about 25 °C. It has a characteristic resinous, woody, spicy aromatic odour, and a
strong bitter and spicy taste.
4.1.3 Tropical, red, Dalbergia and Clusia propolis
Dalbergia and Clusia propolis are red, yellowish-red and brownish-red. The main botanical sources are
Dalbergia ecastaphyllum, Symphonia globulifera and Clusia spp. At temperatures higher than 20 °C they
appear malleable. It has a characteristic resinous and aromatic odour. The taste is aromatic and slightly
bitter.
4.1.4 Other types of propolis
The current scientific literature does not provide complete data to fully characterize the chemical and
biological properties of other floral types of propolis for inclusion in this document. Some examples of
other types of propolis are Araucaria spp., Betula spp., Castanea spp., Cupressaceae family, Macaranga
tanarius, Salicaceae, Pinaceae and others (the list is not exhaustive).
4.2 Physical and chemical requirements
The physical and chemical requirements of propolis shall be as given in Table 1, except total flavonoids
that are a normative parameter, but the corresponding procedure shall be selected between Annex F or
G.
Table 1 — Physical and chemical requirements for bee propolis and test methods for each
characteristic
Min. Requirements (on a dry basis)
Test
or
Characteristic
Brown propolis Red propolis
method
Green propolis (4.1.2)
max.
(4.1.1) (4.1.3)
Ethanol extractables of
propolis (as dry mat- min. 30,0 30,0 30,0 Annex A
ter), in % mass fraction
Loss on drying, in %
max. 10,0 10,0 10,0 Annex B
mass fraction
Ash content, in % mass
max. 5,0 5,0 5,0 Annex C
fraction
Petroleum ether ex-
tractables of propolis
max. 65,0 30,0 60,0 Annex D
(as dry matter), in %
mass fraction
Total phenolic com-
pounds (Folin), in %
min. 10,0 7,0 7,0 Annex E
mass fraction, as gallic
a
acid
Total phenolic com-
pounds (Folin), in
min. 17,0 12,0 12,0 Annex E
% mass fraction, as
a
galangin
Total flavonoids
(AlCl ), in % mass frac- min. 3,0 1,0 0,5 Annex F
tion, as quercetin
Total flavonoids (pol-
yamide method), in % min. 6,0 2,0 1,0 Annex G
mass fraction, as rutin
Presence of: api-
Presence of: caffeic
Total polyphenolics genin, caffeic acid,
acid, p-coumaric acid, Presence of: caly-
Annex H
by high-performance CAPE, p-coumaric
3,5-dicaffeoyilquinic acid, cosin, isoliquiriti-
liquid chromatography — acid, chrysin, fer- Annex I
4,5-dicaffeoyilquinic acid, genin, formononetin
(HPLC) (poplar, green ulic acid, galangin,
Annex J
cinnamic acid, drupanin, and biochanin
and red propolis) pinobanksin and
artepellin C and baccharin
pinocembrin
Total antioxidant ca-
pacity (DPPH) – EC50, max. 25,0 40,0 50,0 Annex K
in µg/ml
a
Total phenolic can be expressed as gallic acid or galangin equivalents. To convert from gallic acid to galangin, multiply
the value obtained using the conversion factor of 1,7. To convert from galangin to gallic acid, multiply the value by 0,59.
4.3 Traceability requirements
ISO 22005 shall be followed to guarantee the traceability of propolis.
5 Test methods
5.1 Reagents
Use only analytical grade reagents unless otherwise specified. Distilled water should be in accordance
with the first-grade water or water with the same purity given in ISO 3696.
5.2 Sample collection
Propolis is a very heterogeneous product; therefore, at least 1 % of the batch (minimum of 1 kg of
sample for batches less than 100 kg) shall be collected. A minimum of 10 representative points shall be
sampled to take into consideration the diversity of the propolis. Pack them in a food-grade container
and store them below −18 °C.
Sampling tools shall be clean and shall not add any foreign matter or contaminants to the samples.
5.3 Sample preparation
Combine the representative points samples and crush in a pulveriser, while still frozen, until they pass
through a 10 mesh (2 mm) sieve. If there are visible impurities before the pulverization, they shall be
removed. Transfer to a food-grade container and mix until homogenous. Take an appropriate subsample
sufficient for testing, seal in an airtight container and store at below −18 °C, if required, until analysis.
5.4 Test methods for physical and chemical requirements
The sample should be tested according to the test methods specified in Annexes A to K.
6 Packaging, marking, labelling, storage and transportation
6.1 Packaging
Raw propolis packaging should protect the product from light. Propolis loss on drying shall be lower
than 10 %.
6.2 Marking (label and/or certificate)
The information listed in Table 2 shall be used on each package or label/certificate. Additional
information can be included.
6.3 Labelling
Labelling requirements shall be as given in Table 2.
Table 2 — Labelling requirements
Requirement Beekeeper Company Company
B2B B2C
Product name and brand (if exists), and/or trademark
Name, complete address of the producer and packer
Net mass
Country or countries of origin (in order of proportional content:
highest to lowest)
Propolis type according to 4.1 of this document
a
Ethanol extractables of propolis ─ ─
Key
B2B: business to business
B2C: business to consumers
a
Raw propolis for consumers: The information described on the label, or accessed by certificate of analysis using a QR
code, or other equivalent (see Annex A).
b
In the case of total phenolic, identify if gallic acid or galangin equivalent is being used (see Annex E).
c
In the case of total flavonoids, identify quercetin (see Annex F, AlCl ) or rutin (see Annex G, polyamide) equivalents.
TTaabblle 2 e 2 ((ccoonnttiinnueuedd))
Requirement Beekeeper Company Company
B2B B2C
Harvesting time: month(s)/year(s) ─
Best before or expiry date ─
Storage information ─
Batch number
b
Total phenolics ─ ─
c
Total flavonoids ─ ─
Key
B2B: business to business
B2C: business to consumers
a
Raw propolis for consumers: The information described on the label, or accessed by certificate of analysis using a QR
code, or other equivalent (see Annex A).
b
In the case of total phenolic, identify if gallic acid or galangin equivalent is being used (see Annex E).
c
In the case of total flavonoids, identify quercetin (see Annex F, AlCl ) or rutin (see Annex G, polyamide) equivalents.
6.4 Storage and transportation
Storage and transportation shall take into consideration the type of propolis, protection from light,
elevated temperature (keep < 25 °C) and humidity conditions of the room to avoid the degradation of
the genuine characteristics of propolis and prevent the growth of microorganisms on the surface.
Raw propolis shall not be stored and shipped with articles that are odorous, poisonous and corrosive,
and potentially polluting products.
Annex A
(normative)
Ethanol extractables of raw propolis (as dry matter)
A.1 Principle
Propolis is partially soluble in an ethanol/water solution. The dry mass of ethanol/water extract is
calculated as a percentage of the mass of the sample, after complete removal of the solvent.
A.2 Reagents and materials
A.2.1 Ethanol, φ(CH CH OH) = 80 % (volume/volume).
3 2
A.2.2 Iron (III) chloride in methanol = 5 % (mass/volume).
A.3 Apparatus and equipment
A.3.1 Analytical balance, capable of weighing to the nearest 0,000 1 g.
A.3.2 Vacuum dryer or oven.
A.3.3 Erlenmeyer or beaker, 100 ml.
A.3.4 Magnetic stirrer.
A.3.5 Glass funnel, Φ = 60 mm.
A.3.6 Quantitative filter paper, Φ = 12,5 cm.
A.3.7 Magnetic rod.
A.3.8 Volumetric flask, 100 ml
A.4 Procedure
Use the following procedure:
a) The extraction procedure given in steps b) to f) shall be done in triplicate.
b) Weigh 1 g (accurate to 0,001 g) of the propolis sample (m ) into a 100 ml Erlenmeyer or beaker
(A.3.3) and add 30 ml of 80 % ethanol.
c) Keep the mixture under mechanical or manual agitation, at 50 °C, for 3 h and protected from light.
d) Then, filter the mixture through quantitative filter paper.
e) To confirm the absence of phenolics in the remaining residue, add a few drops of FeCl (5 % in
methanol). If a colour development is observed, the residue shall be reextracted (following steps a)
to c)), until no colour development is observed (no more than three extractions).
f) Combine all extracts in a 100 ml volumetric flask and make up to volume with ethanol 80 %
volume/volume.
g) For evaluation of the dry extract, weigh a glass drying dish (m ), combine 2 ml of each extraction
solution (3 x 2) ml in a glass drying dish and dry to constant mass (m ) in an oven set at 105 °C for
90 min. Place the dish in a desiccator at room temperature (15 min) between weighings (maximum
of 2 mg of difference between two consecutive weighings).
A.5 Calculation
The content of ethanol/water extract in the sample (expressed as dry matter), E , expressed as a
E
percentage of mass, is given by Formula (A.1):
mm− 50
E = × ×100 (A.1)
E
m 3
where
m is the average mass of the propolis sample, in g;
m is the mass of the glass drying dish, in g;
m is the mass of the dry extract and glass drying dish, in g.
NOTE (50/3) is the dilution factor.
A.6 Precision
The relative deviation of parallel experiments shall not be more than 5 %.
Annex B
(normative)
Loss on drying determination
B.1 Principle
The determination of the loss on drying is the amount of all volatile substances present in the propolis
sample, including moisture, that is lost on drying. The method is gravimetric, and the result is calculated
as a % mass fraction.
B.2 Apparatus and equipment
B.2.1 Analytical balance, capable of weighing to the nearest 0,000 1 g.
B.2.2 Drying oven.
B.2.3 Glass, porcelain or metal crucible (capsule), with diameter not less than 90 mm.
B.2.4 Desiccator.
B.2.5 Sieve 12 mesh.
B.2.6 Crushing apparatus.
B.3 Procedure
B.3.1 Sample preparation
Place a quantity of propolis sample in the freezer for 3 h. Remove the sample and immediately crush it,
until it passes through a sieve 12 mesh.
B.3.2 Analysis
Use the following procedure:
a) The procedure given in steps b) to f) shall be done in triplicate.
b) Dry the glass, porcelain, or metal crucible (capsule) in drying oven at 105 °C (±2 °C) for 1 h. Transfer
to desiccator until room temperature and weigh (m ).
c
c) Weigh 2,0 g (with 0,000 1 g accuracy) of the sample (m ) and spread it well in the capsule.
i
d) Place the capsule with the sample into drying oven at 105 °C (±2 °C) for a minimum of 1 h.
e) Transfer the capsule with the sample to desiccator until it cools to room temperature.
f) Weigh the capsule with the sample (m ) and repeat the procedure until a constant mass is achieved
f
(maximum of 2 mg of difference between two consecutive weighings).
g) Perform the analysis in triplicate.
B.4 Calculation
The content of loss on drying, L , expressed as a percentage of mass, is given by Formula (B.1):
D
mm−
fC
L =100- × 100 (B.1)
D
m
i
where
m is the initial mass of the propolis sample, in g;
i
m is the mass of the capsule, in g
c
m is the final mass, after drying, in g
f
B.5 Precision
The relative deviation of parallel experiments shall not be more than 5 %.
Annex C
(normative)
Ash content in raw propolis
C.1 Principle
Ash content represents the incombustible component remaining after a sample of raw propolis is
completely burnt. High values can indicate possible adulteration of the material through the presence
of impurities, or even inorganic residues from harvesting procedures.
C.2 Apparatus and equipment
C.2.1 Analytical balance, capable of weighing to the nearest 0,000 1 g.
C.2.2 Muffle furnace.
C.2.3 Silica or platinum crucible.
C.2.4 Desiccator.
C.3 Procedure
Use the following procedure:
a) Heat a silica or platinum crucible to redness for 30 min in the muffle furnace, allow to cool in a
desiccator and weigh (w ).
b) Weigh 2 g of raw propolis (w ) in the dried crucible previously weighed.
c) Place the crucible in the muffle furnace at 300 °C for 30 min to ignite the sample with small fire
until it is smokeless, and the sample is carbonized.
d) Incinerate the sample in a muffle furnace at 600 °C during 3 h, or until white, pasty white or creamy
coloured ashes are obtained.
e) Cool the crucible containing the ashed sample in a desiccator and weigh (w ).
f) Repeat the incineration process (additional 30 min), cooling and weighing until a constant mass is
achieved (maximum of 2 mg of difference between two consecutive weighings) (w ).
C.4 Calculation
The content of ash in the sample, Y , expressed as a percentage, is given by Formula (C.1):
()ww−
Y = ×100 (C.1)
w
where
w is the mass of the silica or platinum crucible, in g;
w is the mass of raw propolis sample, in g;
w is the mass of ash and crucible, in g.
C.5 Precision
The relative deviation of parallel experiments shall not be more than 5 %.
Annex D
(normative)
Petroleum ether extractables of raw propolis (as dry matter)
D.1 Principle
Raw propolis contains beeswax as a natural constituent produced by the bees. Non-polar petroleum
ether removes waxes and some other non-polar compounds.
D.2 Reagents
D.2.1 Petroleum ether.
D.3 Apparatus and equipment
D.3.1 Analytical balance, capable of weighing to the nearest 0,000 1 g.
D.3.2 Soxhlet apparatus, complete with a condenser and cooling system.
D.3.3 Cellulose cartridge.
D.3.4 Flat or round bottom flask, 250 ml.
D.3.5 Vacuum dryer (rotary evaporator).
D.3.6 Desiccator.
D.4 Procedure
Use the following procedure:
a) Weigh 2 g of raw propolis (w ) in a cellulose cartridge.
b) Extract the sample with petroleum ether in a Soxhlet apparatus for 6 h.
c) Evaporate the extract to dryness under reduced pressure (at maximum 50 °C).
d) Leave the residue to cool in a desiccator until a constant mass is achieved (w ).
D.5 Calculation
The content of wax in the sample (count by dry matter), Z , expressed as a percentage of mass, is given
by Formula (D.1):
w
Z =×100 (D.1)
w
where
w is the mass of raw propolis sample, in g;
w is the mass of dry residue extract, in g.
D.6 Precision
The relative deviation of parallel experiments shall not be more than 5 %.
Annex E
(normative)
Total phenolic content
E.1 Principle
Propolis is a mixture of natural substances very rich in phenolic compounds such as phenolic acids,
flavonoids and its derivatives. The Folin-Ciocalteu method is an indirect measure of the total phenolic
content in natural samples. Although not specific to phenolic compounds but truly to all reducing
compounds, when used on propolis extracts it is a quick and reliable procedure to obtain a representative
value of the phenolic content, due to the minimum presence of other reducing interferences such as
amino acids and reducing sugars. The total phenolic content is expressed in percentage of raw propolis
using gallic acid as the calibration standard. Alternatively, gallangin can also be used as the reference
standard.
E.2 Reagents and materials
E.2.1 Folin-Ciocalteu reagent 2N or 1 mol/l.
E.2.2 Ethanol, φ(CH CH OH) = 80 % (volume/volume).
3 2
E.2.3 Sodium carbonate, 20 % (mass/volume) (around pH = 12). A fresh reagent shall be used. A
stock solution can be used for up to five working days when stored at 20 °C to 25 °C. In the case of
crystallization during this period, another fresh solution should be prepared.
E.2.4 Gallic acid (>99,0 %).
For the stock solution (1 000 µg/ml), weigh accurately 10,0 mg gallic acid, put in 10 ml volumetric flask,
add ethanol 80 % volume/volume to dissolve it, then fill to the mark and shake.
NOTE Adjust according to the purity of the standard.
E.2.5 Galangin (>97,0 %).
For the stock solution (1 000 µg/ml), weigh accurately 10,0 mg galangin, put in 10 ml volumetric flask,
add ethanol 80 % volume/volume to dissolve it, then fill to the mark and shake.
NOTE Adjust according to the purity of the standard
E.2.6 Distilled water.
E.3 Apparatus and equipment
E.3.1 Analytical balance, capable of weighing to the nearest 0,000 1 g.
E.3.2 Ultraviolet (UV)-visible spectrophotometer.
E.3.3 Micropipettes.
E.3.4 Volumetric flasks.
E.3.5 Falcon tubes (10 ml) or similar.
E.3.6 pH meter or pH ribbon.
E.4 Procedure
E.4.1 Working solution
The samples should be extracted in accordance with Annex A. Prepare a working solution by pipetting
1,5 ml of propolis extract solution, S , (0,5 ml of each of triplicate extract solution) to a 10 ml volumetric
V
flask and fill to the mark with ethanol 80 %.
E.4.2 Quantification
Use the following procedure:
a) The procedure given in steps b) and c) is carried out in triplicate.
b) Mix, in a falcon tube, an aliquot of the working solution (0,2 ml) with 1,5 ml of water and 0,4 ml of
the Folin-Ciocalteu reagent.
c) Add 0,600 ml of a sodium carbonate solution (20 %) to the mixture, and adjust the final volume
(5 ml) by adding 2,3 ml of deionized water.
d) Prepare the blank in the same conditions as the samples, using 0,2 ml of ethanol 80 % instead of
the working solution.
e) Keep the mixture in the dark for 30 min at room temperature and measure the absorbance at
760 nm.
f) For the quantification (A), a calibration curve of gallic acid should be prepared using the same
procedure as for the samples at least five points at the following final concentrations (reaction
flask): 1,0 µg/ml; 2,0 µg/ml; 4,0 µg/ml; 6,0 µg/ml; 8,0 µg/ml – and apply the linear regression to
have the equation to calculate "c" (r > 0,990).
g) For the quantification (B), a calibration curve of galangin should be prepared using the same
procedure as for the samples at least five points at the following concentrations (reaction flask):
1,0 µg/ml; 2,0 µg/ml; 4,0 µg/ml; 6,0 µg/ml; 8,0 µg/ml – and apply the linear regression to have the
equation to calculate "c" (r > 0,990).
h) If the sample absorbance does not fit within the calibration curve, the concentration of the working
solution should be adapted.
E.5 Calculation
The content of total phenolics in the sample, P , expressed as % mass fraction, is given by Formula (E.1):
c
P = ×100 (E.1)
MS××40
v
where
c is the concentration of the total phenolics expressed as gallic acid or galangin (according to
“f” or “g”) in the sample solution obtained by the calibration curve, in µg/ml;
S is the volume of the sample extract used to prepare the working solution (1,5 ml or other,
v
according to the propolis type or quality);
M is the mean mass value of raw propolis (the mass of raw propolis used in the extraction of
Annex A), in g.
E.6 Precision
The relative deviation of parallel experiments shall not be more than 10 %.
Annex F
(Normative)
Total flavonoids content (aluminium chloride method)
F.1 Principle
3+
The flavonoids can combine with the chromogenic reagent Al to form a coloured substance, which has
the maximum absorption near 425 nm wavelength. Within a certain concentration range, the content
of flavonoids is proportional to the absorbance. Compared with the standard curve, the content of
flavonoids can be quantitatively measured.
F.2 Reagents and materials
F.2.1 Methanol (analytical grade).
F.2.2 Aluminium chloride solution, 5 % (mass/volume).
Weigh 5,00 g AlCl (133,34 g/mol), dissolve in methanol, constant volume, in a 100 ml volumetric flask
and shake.
F.2.3 Standard solution of quercetin.
F.2.3.1 Stock solution, 3 000 µg/ml.
Weigh accurately 30 mg of quercetin, put in 10 ml volumetric flask, add ethanol 80 % volume/volume to
dissolve it, then fill to the mark and shake.
NOTE Adjust the mass according to the purity of the standard.
F.2.3.2 Prepare the dilutions of the reference standard.
Use ethanol 80 % volume/volume to achieve the concentrations of 25 µg/ml, 75 µg/ml, 125 µg/ml,
175 µg/ml and 225 µg/ml.
F.3 Apparatus and equipment
F.3.1 UV-visible spectrophotometer.
F.3.2 Agitation mechanical.
F.4 Procedure
F.4.1 Propolis sample preparation
The samples should be extracted in accordance with Annex A. Prepare a working solution by pipetting
1,5 ml of propolis extract solution, S (0,5 ml of each of triplicate extract solution) into a 10 ml volumetric
V
flask and fill to the mark with ethanol 80 %.
F.4.2 Quantification
Use the following procedure:
a) The procedure given in steps b) and c) is carried out in triplicate.
b) Mix, in a 25 ml volumetric flask, an aliquot of the working solution (1,0 ml) with 15 ml of methanol.
c) Add 0,5 ml of an aluminium chloride solution to the mixture and adjust the final volume (25 ml)
with methanol.
d) Prepare a blank by adding 15 ml of methanol, 1,0 ml of ethanol 80 % volume/volume and 0,5 ml of
aluminium chloride solution (F.2.2) into a 25 ml volumetric flask. Mix the contents by shaking, add
methanol to the mark and shake it again.
e) Keep the mixture in the dark for 30 min at room temperature and measure the absorbance at
425 nm.
f) For the quantification, prepare a calibration curve of quercetin at final reaction flask concentrations
of 1,0 μg/ml, 3,0 μg/ml, 5,0 μg/ml, 7,0 μg/ml and 9,0 μg/ml using the same procedure as for samples
– and apply the linear regression to have the equation to calculate "cs" (r >0,990).
g) Calculate the content of flavonoids in the sample by the standard curve.
h) If the sample absorbance does not fit within the calibration curve, the concentration of the working
solution should be changed.
F.5 Calculation
The content of total flavonoid content in the raw propolis, F , expressed as a percentage of mass
(calculated as quercetin), is given by Formula (F.1):
c
s
F = ×100 (F.1)
mS××40
1 v
where
c is the concentration of total flavonoids expressed as quercetin in the sample solution calculat-
s
ed from the standard curve in µg/ml
S is the volume of the sample extract used to prepare the working solution (1,5 ml or other,
V
according to the propolis type or quality);
m is the mass value of raw propolis (the mean mass of raw propolis used in the extraction of
Annex A), in g.
F.6 Precision
The relative deviation of parallel experiments shall not be more than 10 %.
Annex G
(Normative)
Total flavonoids content (polyamide method)
G.1 Principle
Total flavonoids are extracted from the propolis with an ethanol/water solution. The flavonoids are
isolated on a polyamide solid-phase column, eluted with methanol, and quantified against a rutin
standard by measuring their absorbance at 360 nm.
G.2 Reagents and materials
G.2.1 Polyamide powder for column chromatography, particle size: approximately 100 mesh to
200 mesh.
G.2.2 Ethanol, φ(CH CH OH): 80 % (volume/volume).
3 2
G.2.3 Methanol.
G.2.4 Toluene.
G.2.5 Rutin reference standard, purity ≥ 98 % (certificate of analysis of supplier).
G.3 Apparatus and equipment
G.3.1 Analytical balance, capable of accurately weighing to the nearest 0,000 1 g.
G.3.2 UV-visible spectrophotometer.
G.3.3 Glass column chromatography, 30 cm to 40 cm (long) × 1,0 mm to 1,2 mm (id).
G.3.4 Diagram of column chromatography device, see Figure G.1.
G.3.5 Measuring flasks (A grade), 10 ml, 50 ml, 100 ml.
G.3.6 Automatic pipettor, 100 µl to 1 000 µl (for accurate transfer of propolis diluent).
G.3.7 Manual glass pipet (A grade), 1 ml to 5 ml (for diluting standard solution).
G.3.8 Glass pan, Φ = 90 mm.
G.3.9 Quartz cuvette, optical path 1 cm.
Key
1 P70 sand core (aperture: (50-70) μm
2 PTFE or glass valve
NOTE
Figure G.1 — Diagram of glass column chromatography device
G.4 Procedure
G.4.1 Preparation of standards
G.4.1.1 Rutin stock solution (500 μg/ml)
Use a four-decimal balance to weigh 25 mg of rutin (G.2.5) into a small beaker. Record the actual mass
to 0,000 1 g accuracy. Dissolve in methanol, and then quantitatively transfer into a 50 ml volumetric
flask and adjust to the 50 ml mark with methanol. Mix thoroughly by inverting the flask repeatedly.
This solution is stable for one year at −20 °C.
G.4.1.2 Rutin working standard solution (50 μg/ml)
Transfer 2,00 ml rutin stock solution (G.4.1.1) into a 20 ml volumetric flask and make up to the volume
mark with methanol. Mix thoroughly by inverting the flask repeatedly. This solution is stable for one
week at < +4 °C.
G.4.1.3 Rutin calibration standard solution (range 5 to 25 μg/ml)
Transfer the following volumes of rutin working standard solution (G.4.1.2) into individual 10 ml
calibrated volumetric flasks and fill to the 10 ml mark with methanol (see Table G.1). Prepare fresh
daily.
Table G.1 — Preparation of rutin calibration standard solution
Volume of rutin working standard
a
Concentration solution Volume of methanol
μg/ml ml ml
0 0,00 10,00
5 1,00 9,00
10 2,00 8,00
15 3,00 7,00
20 4,00 6,00
25 5,00 5,00
a
The actual concentration should be calculated based on the accurate mass of the stock standard used.
Measure the absorbances at 360 nm wavelength against the blank tube with methanol in the 1 cm
cuvette. Plot the absorbances against the concentrations and fit a linear equation to the curve.
G.4.2 Sample preparatio
...
NORME ISO
INTERNATIONALE 24381
Première édition
2023-11
Propolis d’abeille — Spécifications
Bee propolis — Specifications
Numéro de référence
DOCUMENT PROTÉGÉ PAR COPYRIGHT
© ISO 2023
Tous droits réservés. Sauf prescription différente ou nécessité dans le contexte de sa mise en œuvre, aucune partie de cette
publication ne peut être reproduite ni utilisée sous quelque forme que ce soit et par aucun procédé, électronique ou mécanique,
y compris la photocopie, ou la diffusion sur l’internet ou sur un intranet, sans autorisation écrite préalable. Une autorisation peut
être demandée à l’ISO à l’adresse ci-après ou au comité membre de l’ISO dans le pays du demandeur.
ISO copyright office
Case postale 401 • Ch. de Blandonnet 8
CH-1214 Vernier, Genève
Tél.: +41 22 749 01 11
E-mail: copyright@iso.org
Web: www.iso.org
Publié en Suisse
ii
Sommaire Page
Avant-propos .iv
Introduction .v
1 Domaine d’application . 1
2 Références normatives .1
3 Termes et définitions . 1
4 Exigences . 3
4.1 Classification des types de propolis brute . 3
4.1.1 Propolis brune, tempérée, méditerranéenne et boréale de Populus spp . 3
4.1.2 Propolis verte, tropicale de Baccharis dracunculifolia . 3
4.1.3 Propolis rouges, tropicales de Dalbergia et Clusia . 3
4.1.4 Autres types de propolis . 3
4.2 Exigences physiques et chimiques . 4
4.3 Exigences de traçabilité . 5
5 Méthodes d’analyse .5
5.1 Réactifs . 5
5.2 Prélèvement des échantillons . 5
5.3 Préparation des échantillons . 5
5.4 Méthodes d’analyse pour les exigences physiques et chimiques . 5
6 Emballage, marquage, étiquetage, stockage et transport . 5
6.1 Emballage . 5
6.2 Marquage (étiquette et/ou certificat) . 5
6.3 Étiquetage . 5
6.4 Stockage et transport . 6
Annexe A (normative) Substances de la propolis brute extractibles à l’éthanol
(sous forme de matière sèche) .7
Annexe B (normative) Détermination de la perte au séchage . 9
Annexe C (normative) Teneur en cendres de la propolis brute .11
Annexe D (normative) Substances de la propolis brute extractibles à l’éther de pétrole
(sous forme de matière sèche) .13
Annexe E (normative) Teneur totale en composés phénoliques .15
Annexe F (normative) Teneur totale en flavonoïdes (méthode au chlorure d’aluminium) .18
Annexe G (normative) Teneur totale en flavonoïdes (méthode sur polyamide) .20
Annexe H (normative) Caractérisation chimique des polyphénols présents dans la propolis
de peuplier — HPLC/MS .24
Annexe I (normative) Caractérisation chimique des polyphénols présents
dans la propolis verte — HPLC/PDA .38
Annexe J (normative) Caractérisation chimique des polyphénols présents dans la propolis
rouge par HPLC-PDA et HPLC-MS .43
Annexe K (normative) Détermination du pouvoir antioxydant par l’intermédiaire du DPPH .47
iii
Avant-propos
L’ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d’organismes
nationaux de normalisation (comités membres de l’ISO). L’élaboration des Normes internationales est
en général confiée aux comités techniques de l’ISO. Chaque comité membre intéressé par une étude
a le droit de faire partie du comité technique créé à cet effet. Les organisations internationales,
gouvernementales et non gouvernementales, en liaison avec l’ISO participent également aux travaux.
L’ISO collabore étroitement avec la Commission électrotechnique internationale (IEC) en ce qui
concerne la normalisation électrotechnique.
Les procédures utilisées pour élaborer le présent document et celles destinées à sa mise à jour sont
décrites dans les Directives ISO/IEC, Partie 1. Il convient, en particulier, de prendre note des différents
critères d’approbation requis pour les différents types de documents ISO. Le présent document
a été rédigé conformément aux règles de rédaction données dans les Directives ISO/IEC, Partie 2
(voir www.iso.org/directives).
L’ISO attire l’attention sur le fait que la mise en application du présent document peut entraîner
l’utilisation d’un ou de plusieurs brevets. L’ISO ne prend pas position quant à la preuve, à la validité et
à l’applicabilité de tout droit de propriété revendiqué à cet égard. À la date de publication du présent
document, l’ISO n’avait pas reçu notification qu’un ou plusieurs brevets pouvaient être nécessaires à sa
mise en application. Toutefois, il y a lieu d’avertir les responsables de la mise en application du présent
document que des informations plus récentes sont susceptibles de figurer dans la base de données de
brevets, disponible à l’adresse www.iso.org/brevets. L’ISO ne saurait être tenue pour responsable de ne
pas avoir identifié de tels droits de brevets.
Les appellations commerciales éventuellement mentionnées dans le présent document sont données
pour information, par souci de commodité, à l’intention des utilisateurs et ne sauraient constituer un
engagement.
Pour une explication de la nature volontaire des normes, la signification des termes et expressions
spécifiques de l’ISO liés à l’évaluation de la conformité, ou pour toute information au sujet de l’adhésion
de l’ISO aux principes de l’Organisation mondiale du commerce (OMC) concernant les obstacles
techniques au commerce (OTC), voir www.iso.org/avant-propos.
Le présent document a été élaboré par le comité technique ISO/TC 34, Produits alimentaires, sous-
comité SC 19, Produits apicoles.
Il convient que l’utilisateur adresse tout retour d’information ou toute question concernant le présent
document à l’organisme national de normalisation de son pays. Une liste exhaustive desdits organismes
se trouve à l’adresse www.iso.org/fr/members.html.
iv
Introduction
La propolis est une substance résineuse produite par les abeilles ouvrières qui combinent des résines
végétales et/ou des fragments de bourgeons nouvellement formés avec les sécrétions de leurs glandes
salivaires et cirières.
La composition chimique de la propolis est très complexe. Des centaines de composants naturels tels
que des flavonoïdes et des acides phénoliques ont été identifiés dans la propolis. Les différentes origines
géographiques et végétales, les espèces d’abeilles, les méthodes de production, etc., ont un impact
significatif sur la composition chimique de la propolis.
Pour les besoins du présent document, la propolis est subdivisée entre les types Populus (brune),
Baccharis (verte) et Dalbergia (rouge) (sources primaires), tout en conservant la possibilité de
couvrir d’autres types à l’avenir, par exemple Araucaria spp., Betula spp., Castanea spp., Clusia spp.,
Cupressus spp., Eucalyptus spp., Macaranga spp., Symphonia spp., et la propolis issue d’un mélange de
plantes (cette liste n’est pas exhaustive). Seule la propolis produite par les abeilles Apis mellifera est
couverte par le présent document.
La littérature scientifique fait majoritairement référence aux trois principaux types de propolis
(brune, verte et rouge) parmi lesquels la propolis brune (Populus) et la propolis verte (Baccharis) sont
les plus commercialisées à l’échelle internationale. Le présent document considère la composition
chimique complexe de la propolis, et l’impact que les variations géographiques et d’espèces végétales,
ainsi que les sous-espèces d’abeilles mellifères, ont sur la composition en composés majeurs, flavonoïdes
et phénoliques de la propolis. La propolis est riche en polyphénols, particulièrement en flavonoïdes, en
acides phénoliques et en leurs dérivés, qui peuvent être impliqués dans les activités biologiques. Les
décisions prises au sujet des types, des méthodologies et des exigences inclus dans le présent document
s’appuient sur la littérature scientifique disponible au moment de son élaboration.
Le présent document définit les termes, les définitions, la classification, les exigences relatives à
la qualité, les exigences en matière d’authenticité, les modes opératoires d’analyse, les conditions de
transport et de stockage et le marquage sur l’emballage. Il a pour objectif d’établir un document relatif à
la classification et au contrôle qualité pour le commerce international de la propolis brute.
v
NORME INTERNATIONALE ISO 24381:2023(F)
Propolis d’abeille — Spécifications
1 Domaine d’application
Le présent document spécifie les exigences relatives à la qualité, les méthodes d’analyse, ainsi que les
conditions d’emballage, de marquage, d’étiquetage, de stockage et de transport de la propolis d’abeille.
Le présent document est applicable à la propolis récoltée dans les ruches d’abeilles Apis mellifera, c’est-
à-dire à la propolis brute.
2 Références normatives
Les documents suivants sont cités dans le texte de sorte qu’ils constituent, pour tout ou partie de leur
contenu, des exigences du présent document. Pour les références datées, seule l’édition citée s’applique.
Pour les références non datées, la dernière édition du document de référence s’applique (y compris les
éventuels amendements).
ISO 22005, Traçabilité de la chaîne alimentaire — Principes généraux et exigences fondamentales
s'appliquant à la conception du système et à sa mise en œuvre
3 Termes et définitions
Pour les besoins du présent document, les termes et définitions suivants s’appliquent.
L’ISO et l’IEC tiennent à jour des bases de données terminologiques destinées à être utilisées en
normalisation, consultables aux adresses suivantes:
— ISO Online browsing platform: disponible à l’adresse https:// www .iso .org/ obp
— IEC Electropedia: disponible à l’adresse https:// www .electropedia .org/
3.1
pouvoir antioxydant
capacité d’une substance à ralentir la détérioration par oxydation
3.2
teneur en cendres
partie incombustible restant après la combustion complète d’un échantillon de propolis brute (3.17)
3.3
exigence d’authenticité
exigence stipulant qu’il est interdit d’ajouter des résines, des extraits ou d’autres composés et/ou
substances bioactives à la propolis brute
3.4
balsamique
relatif à ou contenant du baume
3.5
cire d’abeille
sécrétions d’abeilles mellifères comportant des mélanges d’hydrocarbures aliphatiques à chaîne longue
substituée, contenant des alcanes, des esters alkyliques, des acides gras, des alcools primaires et
secondaires, des diols, des cétones et des aldéhydes
3.6
contaminant
substance qui n’est pas ajoutée de manière intentionnelle à la propolis, dont la présence est liée à un
processus tel que la production, la récolte, la fabrication, la transformation, la préparation, le traitement,
le conditionnement, l’emballage, le transport ou la conservation du produit, ou à une contamination
environnementale
3.7
substances de la propolis extractibles à l’éthanol (sous forme de matière sèche)
matière obtenue après un processus d’extraction complet utilisant de l’éthanol (à 80 % en fraction
volumique) comme solvant d’extraction
Note 1 à l'article: Également appelée extrait de propolis pur, brut, balsamique et sec.
3.8
substances de la propolis extractibles à l’éther de pétrole (sous forme de matière sèche)
matière obtenue après un processus d’extraction complet utilisant de l’éther de pétrole comme solvant
d’extraction
3.9
flavonoïdes
classe de métabolites secondaires des plantes et des champignons, qui possède comme structure
générale un squelette de 15 atomes de carbone (abrégé C6-C3-C6), composée de deux cycles
phényle (A et B) et d’un hétérocycle (C), et qui comprend les sous-groupes des flavones, flavonols,
flavanones, flavanonols, flavanols ou catéchines, anthocyanes et chalcones
3.10
récolte
processus mécanique utilisé pour récupérer la propolis brute dans la ruche où elle est déposée par les
abeilles Apis mellifera
3.11
perte au séchage
quantité de toutes les substances volatiles présentes dans l’échantillon de propolis, y compris l’humidité,
qui sont perdues lors d’un séchage à 105 °C pendant 1 h
3.12
acides phénoliques
acides carboxyliques dérivés de structures d’acide benzoïque ou cinnamique
3.13
plantes sources de propolis
plantes de différentes origines géographiques et botaniques, qui produisent des exsudats balsamiques
résineux récoltés et transformés en propolis (3.15) dans la ruche par les abeilles Apis mellifera
3.14
polyphénols
molécules organiques naturelles très répandues dans le règne végétal, qui sont les principaux
ingrédients actifs de la propolis, et qui sont caractérisées par la présence de plusieurs groupes
phénoliques associés en structures complexes, dont certaines de masse moléculaire élevée
3.15
propolis
mélange balsamique résineux, exclusivement d’origine naturelle et végétale, récolté par les abeilles
ouvrières de l’espèce Apis mellifera à partir de bourgeons nouvellement formés, de bourgeons de fleurs
et d’exsudats de plantes sources de propolis (3.13) spécifiques, auquel les abeilles ajoutent leurs propres
sécrétions, provenant principalement de leurs glandes salivaires et cirières, et que celles-ci utilisent
pour protéger la santé des abeilles mellifères et de la colonie
3.16
extrait de propolis
composants solubles dans des solvants généralement reconnus comme sans danger (GRAS) pour la
consommation humaine, dérivés de la propolis brute (3.17), exempts de substances étrangères
3.17
propolis brute
propolis produite par les abeilles Apis mellifera, récoltée dans la ruche, sans autre intervention
extérieure
3.18
teneur totale en composés phénoliques
quantité totale de tout composé présentant un groupe hydroxyle directement lié à un cycle benzénique
3.19
traçabilité
capacité à suivre le déplacement de la propolis à travers une ou plusieurs étapes spécifiées de la
production, de la transformation et de la distribution
4 Exigences
4.1 Classification des types de propolis brute
4.1.1 Propolis brune, tempérée, méditerranéenne et boréale de Populus spp
La propolis de peuplier peut être de couleur brun-jaune, brun-rouge, brune, jaune-brun, gris-brun, vert-
brun ou gris-noir. Sa principale source botanique est Populus spp. Cependant, plusieurs autres sources
botaniques peuvent être présentes. À une température comprise entre 20 °C et 24 °C, elle se présente
sous forme de morceaux ou de brisures, et devient souple, malléable et collante si la température
augmente au-delà de 30 °C. La propolis de peuplier possède une odeur aromatique, balsamique et
résineuse caractéristique. Son goût est légèrement amer, un peu astringent et très légèrement piquant.
4.1.2 Propolis verte, tropicale de Baccharis dracunculifolia
La propolis du Baccharis est de couleur jaune-vert, verte, verdâtre, vert-brun et brune. Sa principale
source botanique est Baccharis dracunculifolia. À une température comprise entre 20 °C et 24 °C, elle
se présente sous forme de bandes et de brisures, et devient malléable à environ 25 °C. Elle possède une
odeur aromatique épicée, boisée, résineuse caractéristique, et un fort goût amer et épicé.
4.1.3 Propolis rouges, tropicales de Dalbergia et Clusia
Les propolis de Dalbergia et Clusia sont de couleur rouge, jaune-rouge et brun-rouge. Leurs
principales sources botaniques sont Dalbergia ecastaphyllum, Symphonia globulifera et Clusia spp. À
des températures supérieures à 20 °C, elles deviennent malléables. Ces propolis possèdent une odeur
aromatique et résineuse. Leur goût est aromatique et légèrement amer.
4.1.4 Autres types de propolis
La littérature scientifique actuelle ne fournit pas de données exhaustives pour caractériser entièrement
les propriétés chimiques et biologiques d’autres propolis d’origine végétale différente afin de les intégrer
au présent document. Araucaria spp., Betula spp., Castanea spp., la famille des Cupressacées, Macaranga
tanarius, la famille des Salicacées, la famille des Pinacées, etc. (cette liste n’est pas exhaustive) sont des
exemples d’autres types de propolis.
4.2 Exigences physiques et chimiques
Les exigences physiques et chimiques relatives à la propolis doivent être telles qu’indiquées dans le
Tableau 1, à l’exception des flavonoïdes totaux qui sont un paramètre normatif mais dont le mode
opératoire correspondant est sélectionné entre l’Annexe F ou G.
Tableau 1 — Exigences physiques et chimiques relatives à la propolis d’abeille et méthodes
d’analyse pour déterminer chaque caractéristique
Min.
ou Exigences (sur matière sèche)
Méthode
max.
Caractéristique
d’analyse
Propolis brune Propolis verte Propolis rouge
(4.1.1) (4.1.2) (4.1.3)
Substances de la propo-
lis extractibles à l’éthanol
(sous forme de matière min. 30,0 30,0 30,0 Annexe A
sèche), en % de la fraction
massique
Perte au séchage, en % de la
max. 10,0 10,0 10,0 Annexe B
fraction massique
Teneur en cendres, en % de
max. 5,0 5,0 5,0 Annexe C
la fraction massique
Substances de la propolis
extractibles à l’éther de pé-
trole (sous forme de matière max. 65,0 30,0 60,0 Annexe D
sèche), en % de la fraction
massique
Composés phénoliques totaux
(Folin), en % de la fraction
min. 10,0 7,0 7,0 Annexe E
massique, exprimés en acide
a
gallique
Composés phénoliques totaux
(Folin), en % de la fraction
min. 17,0 12,0 12,0 Annexe E
massique, exprimés en galan-
a
gine
Flavonoïdes totaux (AlCl ),
en % de la fraction massique, min. 3,0 1,0 0,5 Annexe F
exprimés en quercétine
Flavonoïdes totaux (mé-
thode sur polyamide), en %
min. 6,0 2,0 1,0 Annexe G
de la fraction massique,
exprimés en rutine
Présence de:
Présence de: acide
apigénine, acide
caféique, acide p-cou-
Composés phénoliques totaux caféique, CAPE, Présence de:
marique, acide 3,5-dica-
Annexe H
par chromatographie liquide acide p-couma- calycosine, iso-
féoylquinique, acide
haute performance (HPLC) — rique, chrysine, liquiritigénine, Annexe I
4,5-dicaféoylquinique,
(propolis de peuplier, verte et acide férulique, formononétine et
Annexe J
acide cinnamique, dru-
rouge) galangine, biochanine
panine, artépilline C et
pinobanksine et
baccharine
pinocembrine
Pouvoir antioxydant
total (DPPH) – CE50, en µg/ max. 25,0 40,0 50,0 Annexe K
ml
a
Les composés phénoliques totaux peuvent être exprimés en équivalents d’acide gallique ou de galangine. Pour
effectuer la conversion d’acide gallique en galangine, multiplier la valeur obtenue en utilisant le facteur de conversion
de 1,7. Pour effectuer la conversion de galangine en acide gallique, multiplier la valeur par 0,59.
4.3 Exigences de traçabilité
L’ISO 22005 doit être suivie pour garantir la traçabilité de la propolis.
5 Méthodes d’analyse
5.1 Réactifs
Sauf spécification contraire, utiliser uniquement des réactifs de qualité analytique. Il convient que l’eau
distillée soit conforme à l’eau de première qualité ou à une eau de la même pureté telle qu’indiquée dans
l’ISO 3696.
5.2 Prélèvement des échantillons
La propolis est un produit très hétérogène; par conséquent, au moins 1 % du lot (au moins 1 kg
d’échantillon pour les lots inférieurs à 100 kg) doit être prélevé. Au moins 10 points représentatifs
doivent être échantillonnés afin de tenir compte de la diversité de la propolis. Emballer les échantillons
dans un récipient de qualité alimentaire et les conserver à une température inférieure à −18 °C.
Les outils de prélèvement doivent être propres et ne doivent pas ajouter de matières étrangères ou de
contaminants aux échantillons.
5.3 Préparation des échantillons
Regrouper les échantillons des points représentatifs et les broyer dans un pulvérisateur, alors qu’ils
sont encore congelés, jusqu’à ce qu’ils passent à travers un tamis de 10 mesh (2 mm). Si des impuretés
sont visibles avant la pulvérisation, elles doivent être éliminées. Transférer dans un récipient de qualité
alimentaire et mélanger jusqu’à l’obtention d’une masse homogène. Prélever un sous-échantillon
approprié suffisant pour les analyses, le transférer dans un récipient hermétique à l’air et le conserver à
une température inférieure à −18 °C, si nécessaire, jusqu’à l’analyse.
5.4 Méthodes d’analyse pour les exigences physiques et chimiques
Il convient d’analyser l’échantillon conformément aux méthodes d’analyse spécifiées dans les Annexes A
à K.
6 Emballage, marquage, étiquetage, stockage et transport
6.1 Emballage
Il convient que l’emballage de la propolis brute protège le produit de la lumière. La perte de propolis au
séchage doit être inférieure à 10 %.
6.2 Marquage (étiquette et/ou certificat)
Les informations énumérées dans le Tableau 2 doivent apparaître sur chaque emballage ou étiquette/
certificat. Des informations supplémentaires peuvent être ajoutées.
6.3 Étiquetage
Les exigences relatives à l’étiquetage doivent être telles qu’indiquées dans le Tableau 2.
Tableau 2 — Exigences relatives à l’étiquetage
Exigence Apiculteur(trice) Société Société
B2B B2C
Le nom et la marque (le cas échéant) du produit et/ou la marque
commerciale
Le nom, l’adresse complète du producteur et du conditionneur
La masse nette
Le ou les pays d’origine (par ordre proportionnel par rapport au
contenu: du plus important au moins important)
Le type de propolis conformément à 4.1 du présent document
a
Les substances de la propolis extractibles à l’éthanol ─ ─
Le moment de la récolte: mois/année(s) ─
La date de durabilité minimale ou la date limite de consomma-
─
tion
Les informations relatives à la conservation ─
Le numéro de lot
b
Les composés phénoliques totaux ─ ─
c
Les flavonoïdes totaux ─ ─
Légende
B2B: Business to Business, commerce inter-entreprises.
B2C: Business to Consumers, commerce entre entreprise et consommateurs.
a
Propolis brute destinée aux consommateurs: l’information décrite sur l’étiquette ou accessible via un certificat
d’analyse à l’aide d’un code QR, ou tout autre équivalent (voir l’Annexe A).
b
Dans le cas des composés phénoliques totaux, identifier le standard à utiliser, l’acide gallique ou la galangine
(voir l’Annexe E).
c
Dans le cas des flavonoïdes totaux, identifier le standard à utiliser, quercétine (Annexe F, AlCl ) ou rutine (Annexe G,
polyamide).
6.4 Stockage et transport
Le stockage et le transport doivent tenir compte du type de propolis, de la protection contre la lumière,
des températures élevées (maintenir à < 25 °C) et des conditions d’humidité du local afin d’éviter la
dégradation des caractéristiques originales de la propolis et de prévenir la croissance de micro-
organismes à la surface.
La propolis brute ne doit pas être stockée et expédiée avec des produits ayant une forte odeur, toxiques,
corrosifs ou potentiellement polluants.
Annexe A
(normative)
Substances de la propolis brute extractibles à l’éthanol
(sous forme de matière sèche)
A.1 Principe
La propolis est partiellement soluble dans une solution éthanol/eau. La masse sèche de l’extrait éthanol/
eau est calculée en pourcentage de la masse de l’échantillon, après élimination complète du solvant.
A.2 Réactifs et matériels
A.2.1 Éthanol, φ(CH CH OH) = 80 % (fraction volumique).
3 2
A.2.2 Chlorure de fer (III) dans du méthanol = 5 % (masse volumique).
A.3 Appareillage et équipement
A.3.1 Balance analytique, permettant de peser à 0,000 1 g près.
A.3.2 Séchoir sous vide ou étuve
A.3.3 Erlenmeyer ou bécher, 100 ml.
A.3.4 Agitateur magnétique
A.3.5 Entonnoir en verre, Φ = 60 mm.
A.3.6 Papier filtre quantitatif, Φ = 12,5 cm.
A.3.7 Tige magnétique
A.3.8 Fiole jaugée, 100 ml.
A.4 Mode opératoire
Mettre en œuvre le mode opératoire suivant:
a) le mode opératoire d’extraction indiqué aux étapes b) à f) doit être répété trois fois;
b) peser 1 g (à 0,001 g près) d’échantillon de propolis (m ) dans un Erlenmeyer ou un bécher de
100 ml (A.3.3) et ajouter 30 ml d’éthanol à 80 %;
c) maintenir le mélange sous agitation mécanique ou manuelle, à 50 °C, pendant 3 h, à l’abri de la
lumière;
d) ensuite, filtrer le mélange sur du papier filtre quantitatif;
e) pour confirmer l’absence de composés phénoliques dans le résidu restant, ajouter quelques gouttes
de FeCl (à 5 % dans du méthanol). Si une coloration est observée, le résidu doit être ré-extrait (selon
les étapes a) à c)) jusqu’à ce qu’aucune coloration ne soit observée (pas plus de trois extractions);
f) regrouper tous les extraits dans une fiole jaugée de 100 ml et compléter au volume avec de l’éthanol
à 80 % (fraction volumique);
g) pour l’évaluation de l’extrait sec, peser une coupelle de séchage en verre (m ), ajouter 2 ml de chaque
solution d’extraction (3 x 2) ml dans la coupelle de séchage en verre et sécher jusqu’à obtenir une
masse constante (m ) dans une étuve réglée à 105 °C pendant 90 min. Placer la coupelle dans un
dessiccateur à température ambiante (15 min) entre les pesées (2 mg de différence maximum entre
deux pesées consécutives).
A.5 Calcul
La teneur en extrait éthanol/eau de l’échantillon (sous forme de matière sèche), E , exprimée en
E
pourcentage de la masse, est donnée par la Formule (A.1):
mm− 50
E = × ×100 (A.1)
E
m 3
où
m est la masse moyenne de l’échantillon de propolis, en g;
m est la masse de la coupelle de séchage en verre, en g;
m est la masse de l’extrait sec et de la coupelle de séchage en verre, en g.
NOTE (50/3) est le facteur de dilution.
A.6 Fidélité
L’écart relatif entre expériences réalisées en parallèle ne doit pas dépasser 5 %.
Annexe B
(normative)
Détermination de la perte au séchage
B.1 Principe
La détermination de la perte au séchage correspond à la détermination de la quantité de toutes les
substances volatiles présentes dans l’échantillon de propolis, y compris l’humidité, qui est perdue lors
du séchage. La méthode est gravimétrique et le résultat est calculé en % de la fraction massique.
B.2 Appareillage et équipement
B.2.1 Balance analytique, permettant de peser à 0,000 1 g près.
B.2.2 Étuve
B.2.3 Creuset en verre, porcelaine ou métal (capsule), d’un diamètre supérieur ou égal à 90 mm.
B.2.4 Dessiccateur
B.2.5 Tamis de 12 mesh
B.2.6 Appareil de broyage
B.3 Mode opératoire
B.3.1 Préparation de l’échantillon
Placer une quantité d’échantillon de propolis dans le congélateur pendant 3 h. Retirer l’échantillon et le
broyer immédiatement jusqu’à ce qu’il passe à travers un tamis de 12 mesh.
B.3.2 Analyse
Mettre en œuvre le mode opératoire suivant:
a) le mode opératoire indiqué aux étapes b) à f) doit être répété trois fois;
b) sécher le creuset en verre, en porcelaine ou en métal (capsule) dans une étuve à 105 °C (±2 °C)
pendant 1 h. Transférer dans le dessiccateur jusqu’à ce qu’il atteigne la température ambiante et
peser (m );
c
c) peser 2,0 g (à 0,000 1 g près) de l’échantillon (m ) et bien l’étaler dans la capsule;
i
d) placer la capsule contenant l’échantillon dans l’étuve à 105 °C (±2 °C) pendant au moins 1 h;
e) transférer la capsule contenant l’échantillon dans le dessiccateur jusqu’à ce qu’elle refroidisse à la
température ambiante;
f) peser la capsule avec l’échantillon (m ) et répéter le mode opératoire jusqu’à obtenir une masse
f
constante (2 mg de différence maximum entre deux pesées consécutives);
g) réaliser l’analyse trois fois.
B.4 Calcul
La perte au séchage, L , exprimée en pourcentage de la masse, est donnée par la Formule (B.1):
D
mm−
fC
L =100- × 100 (B.1)
D
m
i
où
m est la masse initiale de l’échantillon de propolis, en g;
i
m est la masse de la capsule, en g;
c
m est la masse finale, après séchage, en g.
f
B.5 Fidélité
L’écart relatif entre expériences réalisées en parallèle ne doit pas dépasser 5 %.
Annexe C
(normative)
Teneur en cendres de la propolis brute
C.1 Principe
La teneur en cendres représente la partie incombustible restant après combustion complète d’un
échantillon de propolis brute. Des valeurs élevées peuvent indiquer une possible altération du matériau
par la présence d’impuretés, voire de résidus inorganiques issus des méthodes de récolte.
C.2 Appareillage et équipement
C.2.1 Balance analytique, permettant de peser à 0,000 1 g près.
C.2.2 Four à moufle
C.2.3 Creuset en silice ou en platine
C.2.4 Dessiccateur
C.3 Mode opératoire
Mettre en œuvre le mode opératoire suivant:
a) chauffer un creuset en silice ou en platine jusqu’à ce qu’il devienne rouge pendant 30 min dans le
four à moufle, laisser refroidir dans un dessiccateur et peser (w );
b) peser 2 g de propolis brute (w ) dans le creuset sec préalablement pesé;
c) placer le creuset dans le four à moufle à 300 °C pendant 30 min pour enflammer l’échantillon avec
une petite flamme jusqu’à disparition de la fumée et jusqu’à ce que l’échantillon soit carbonisé;
d) incinérer l’échantillon dans un four à moufle à 600 °C pendant 3 h, ou jusqu’à l’obtention de cendres
blanches, blanches pâteuses ou de couleur crème;
e) refroidir le creuset contenant l’échantillon en cendres dans un dessiccateur et peser (w );
f) répéter le processus d’incinération (30 min supplémentaires), le refroidissement et la pesée jusqu’à
obtenir une masse constante (2 mg de différence maximum entre deux pesées consécutives) (w ).
C.4 Calcul
La teneur en cendres de l’échantillon, Y , exprimée en pourcentage, est donnée par la Formule (C.1):
()ww−
Y = ×100 (C.1)
w
où
w est la masse du creuset en silice ou en platine, en g;
w est la masse de l’échantillon de propolis brute, en g;
w est la masse des cendres et du creuset, en g.
C.5 Fidélité
L’écart relatif entre expériences réalisées en parallèle ne doit pas dépasser 5 %.
Annexe D
(normative)
Substances de la propolis brute extractibles à l’éther de pétrole
(sous forme de matière sèche)
D.1 Principe
La cire d’abeille est un constituant naturel de la propolis brute, qui est produit par les abeilles. L’éther de
pétrole apolaire élimine les cires et d’autres composés apolaires.
D.2 Réactifs
D.2.1 Éther de pétrole
D.3 Appareillage et équipement
D.3.1 Balance analytique, permettant de peser à 0,000 1 g près.
D.3.2 Extracteur de Soxhlet, équipé d’un condenseur et d’un système de refroidissement.
D.3.3 Cartouche en cellulose
D.3.4 Ballon à fond plat ou rond, 250 ml.
D.3.5 Séchoir sous vide (évaporateur rotatif)
D.3.6 Dessiccateur
D.4 Mode opératoire
Mettre en œuvre le mode opératoire suivant:
a) peser 2 g de propolis brute (w ) dans une cartouche en cellulose;
b) extraire l’échantillon à l’éther de pétrole dans un extracteur de Soxhlet pendant 6 h;
c) faire évaporer l’extrait jusqu’à siccité sous pression réduite (maximum 50 °C);
d) laisser refroidir le résidu dans un dessiccateur jusqu’à obtenir une masse constante (w ).
D.5 Calcul
La teneur en cire de l’échantillon (comptage sur matière sèche), Z , exprimée en pourcentage de la
masse, est donnée par la Formule (D.1):
w
Z =×100 (D.1)
w
où
w est la masse de l’échantillon de propolis brute, en g;
w est la masse de l’extrait résidu sec, en g.
D.6 Fidélité
L’écart relatif entre expériences réalisées en parallèle ne doit pas dépasser 5 %.
Annexe E
(normative)
Teneur totale en composés phénoliques
E.1 Principe
La propolis est un mélange de substances naturelles très riches en composés phénoliques tels que les
acides phénoliques, les flavonoïdes et leurs dérivés. La méthode de Folin-Ciocalteu est une mesure
indirecte de la teneur totale en composés phénoliques des échantillons naturels. Bien que non spécifique
aux composés phénoliques, mais réellement applicable à tous les réducteurs, lorsque cette méthode
est mise en œuvre sur des extraits de propolis, elle constitue un mode opératoire rapide et fiable
permettant d’obtenir une valeur représentative de la teneur en composés phénoliques, en raison de la
présence minime d’autres réducteurs interférents tels que les acides aminés et les sucres réducteurs. La
teneur totale en composés phénoliques est exprimée en pourcentage de propolis brute en utilisant de
l’acide gallique comme solution d’étalonnage. La galangine peut également être utilisée comme étalon
de référence.
E.2 Réactifs et matériels
E.2.1 Réactif de Folin-Ciocalteu, 2 N ou 1 mol/l.
E.2.2 Éthanol, φ(CH CH OH) = 80 % (fraction volumique).
3 2
E.2.3 Carbonate de sodium, 20 % (masse volumique) (pH = 12 environ). Un réactif frais doit être
utilisé. Une solution mère peut être utilisée pendant cinq jours ouvrables maximum lorsqu’elle est
conservée à une température comprise entre 20 °C et 25 °C. En cas de cristallisation pendant cette
période, il convient de préparer une nouvelle solution.
E.2.4 Acide gallique (>99,0 %).
Pour la solution mère (1 000 µg/ml), peser exactement 10,0 mg d’acide gallique, les placer dans une fiole
jaugée de 10 ml, ajouter de l’éthanol à 80 % (fraction volumique) pour les dissoudre, puis compléter
jusqu’au trait de jauge et agiter.
NOTE Ajuster en fonction de la pureté de l’étalon.
E.2.5 Galangine (>97,0 %).
Pour la solution mère (1 000 µg/ml), peser exactement 10,0 mg de galangine, les placer dans une fiole
jaugée de 10 ml, ajouter de l’éthanol à 80 % (fraction volumique) pour les dissoudre, puis compléter
jusqu’au trait de jauge et agiter.
NOTE Ajuster en fonction de la pureté de l’étalon.
E.2.6 Eau distillée
E.3 Appareillage et équipement
E.3.1 Balance analytique, permettant de peser à 0,000 1 g près.
E.3.2 Spectrophotomètre ultraviolet (UV)-visible
E.3.3 Micropipettes
E.3.4 Fioles jaugées
E.3.5 Tubes Falcon (10 ml) ou similaires
E.3.6 pH-mètre ou bandelette de pH
E.4 Mode opératoire
E.4.1 Solution de travail
Il convient d’extraire les échantillons conformément à l’Annexe A. Préparer une solution de travail
en pipetant 1,5 ml de solution d’extrait de propolis, S (0,5 ml de chaque solution d’extrait en triple),
V
dans une fiole jaugée de 10 ml et compléter jusqu’au trait de jauge avec de l’éthanol à 80 %.
E.4.2 Quantification
Mettre en œuvre le mode opératoire suivant:
a) le mode opératoire indiqué aux étapes b) et c) est répété trois fois;
b) mélanger, dans un tube Falcon, une aliquote de la solution de travail (0,2 ml) avec 1,5 ml d’eau et
0,4 ml de réactif de Folin-Ciocalteu;
c) ajouter 0,600 ml d’une solution de carbonate de sodium (20 %) au mélange et ajuster au volume
final (5 ml) en ajoutant 2,3 ml d’eau déionisée;
d) préparer le blanc dans les mêmes conditions que les échantillons, en utilisant 0,2 ml d’éthanol
à 80 % au lieu de la solution de travail;
e) maintenir le mélange à l’abri de la lumière pendant 30 min à température ambiante et mesurer
l’absorbance à 760 nm;
f) pour la quantification (A), il convient de préparer une courbe d’étalonnage de l’acide gallique
en utilisant le même mode opératoire que pour les échantillons, avec au moins cinq points aux
concentrations finales suivantes (tube de réaction): 1,0 µg/ml; 2,0 µg/ml; 4,0 µg/ml; 6,0 µg/ml;
8,0 µg/ml – et appliquer la régression linéaire pour obtenir l’équation pour calculer «c» (r > 0,990);
g) pour la quantification (B), il convient de préparer une courbe d’étalonnage de la galangine en
utilisant le même mode opératoire que pour les échantillons, avec au moins cinq points aux
concentrations suivantes (tube de réaction): 1,0 µg/ml; 2,0 µg/ml; 4,0 µg/ml; 6,0 µg/ml; 8,0 µg/
ml – et appliquer la régression linéaire pour obtenir l’équation pour calculer «c» (r > 0,990);
h) si l’absorbance de l’échantillon ne correspond pas à la courbe d’étalonnage, il convient d’adapter la
concentration de la solution de travail.
E.5 Calcul
La teneur totale en composés phénoliques de l’échantillon, P , exprimée en % de la fraction massique,
est donnée par la Formule (E.1):
c
P = ×100 (E.1)
MS××40
v
où
c est la concentration totale en composés phénoliques, exprimée en acide gallique ou en galan-
gine (selon «f» ou «g»), dans la solution échantillon, obtenue à l’aide de la courbe d’étalonnage,
en µg/ml;
S est le volume de l’extrait d’échantillon utilisé pour préparer la solution de travail (1,5 ml ou
v
autre, selon le type ou la qualité de la propolis);
M est la valeur de la masse moyenne de la propolis brute (masse de propolis brute utilisée pour
l’extraction décrite dans l’Annexe A), en g.
E.6 Fidélité
L’écart relatif entre expériences réalisées en parallèle ne doit pas dépasser 10 %.
Annexe F
(normative)
Teneur totale en flavonoïdes (méthode au chlorure d’aluminium)
F.1 Principe
3+
Les flavonoïdes peuvent se combiner avec le réactif chromogène Al pour former une substance
colorée, dont l’absorption maximale est proche de la longueur d’onde 425 nm. Dans une certaine gamme
de concentrations, la teneur en flavonoïdes est proportionnelle à l’absorbance. Par comparaison avec la
courbe d’étalonnage, il est possible de mesurer quantitativement la teneur en flavonoïdes.
F.2 Réactifs et matériels
F.2.1 Méthanol (de qualité analytique)
F.2.2 Solution de chlorure d’aluminium, 5 % (masse volumique).
Peser 5,00 g d’AlCl (133,34 g/mol), dissoudre dans du méthanol, à volume constant, dans une fiole
jaugée de 100 ml et agiter.
F.2.3 Solution étalon de quercétine
F.2.3.1 Solution mère, 3 000 µg/ml.
Peser exactement 30 mg de quercétine, les placer dans une fiole jaugée de 10 ml, ajouter de l’éthanol
à 80 % (fraction volumique) pour les dissoudre, puis compléter jusqu’au trait de jauge et agiter.
NOTE Ajuster la masse en fonction de la pureté de l’étalon.
F.2.3.2 Préparer les dilutions de l’étalon de référence
Utiliser de l’éthanol à 80 % (fraction volumique) pour atteindre les concentrations de 25 µg/ml, 75 µg/
ml, 125 µg/ml, 175 µg/ml et 225 µg/ml.
F.3 Appareillage et équipement
F.3.1 Spectrophotomètre UV-visible
F.3.2 Dispositif d’agitation mécanique
F.4 Mode opératoire
F.4.1 Préparation de l’échantillon de propolis
Il convient d’extraire les échantillons conformément à l’Annexe A. Préparer une solution de travail
en pipetant 1,5 ml de solution d’extrait de propolis, S (0,5 ml de chaque solution d’extrait en triple),
V
dans une fiole jaugée de 10 ml et compléter jusqu’au trait de jauge avec de l’éthanol à 80 %.
F.4.2 Quantification
Mettre en œuvre le mode opératoire suivant:
a) le mode opératoire indiqué aux étapes b) et c) est répété trois fois;
b) mélanger, dans une fiole jaugée de 25 ml, une aliquote de la solution de travail (1,0 ml) avec 15 ml
de méthanol;
c) ajouter 0,5 ml de solution de chlorure d’aluminium au mélange et ajuster au volume final
...
Questions, Comments and Discussion
Ask us and Technical Secretary will try to provide an answer. You can facilitate discussion about the standard in here.
Loading comments...