ISO 15216-2:2019
(Main)Microbiology of the food chain — Horizontal method for determination of hepatitis A virus and norovirus using real-time RT-PCR — Part 2: Method for detection
Microbiology of the food chain — Horizontal method for determination of hepatitis A virus and norovirus using real-time RT-PCR — Part 2: Method for detection
This document specifies a method for detection of hepatitis A virus (HAV) and norovirus genogroups I (GI) and II (GII), from test samples of foodstuffs [(soft fruit, leaf, stem and bulb vegetables, bottled water, bivalve molluscan shellfish (BMS)] or surfaces using real-time RT-PCR. This method is not validated for detection of the target viruses in other foodstuffs (including multi-component foodstuffs), or any other matrices, nor for the detection of other viruses in foodstuffs, surfaces or other matrices.
Microbiologie de la chaine alimentaire — Méthode horizontale pour la recherche des virus de l'hépatite A et norovirus par la technique RT-PCR en temps réel — Partie 2: Méthode de détection
Le présent document spécifie une méthode de détection du virus de l'hépatite A (VHA) et des norovirus des génogroupes I (GI) et II (GII) dans des échantillons pour essai d'aliments (baies, légumes feuilles, tiges et bulbes, eau embouteillée, mollusques bivalves) ou sur des surfaces par RT-PCR en temps réel. Cette méthode n'est pas validée pour la détection des virus cibles dans d'autres aliments (y compris les aliments à plusieurs composants) ou d'autres matrices, ni pour la détection d'autres virus dans les aliments, sur les surfaces ou dans d'autres matrices.
General Information
Relations
Standards Content (Sample)
INTERNATIONAL ISO
STANDARD 15216-2
First edition
2019-07
Microbiology of the food chain —
Horizontal method for determination
of hepatitis A virus and norovirus
using real-time RT-PCR —
Part 2:
Method for detection
Microbiologie dans la chaine alimentaire — Méthode horizontale
pour la recherche des virus de l'hépatite A et norovirus par la
technique RT-PCR en temps réel —
Partie 2: Méthode de détection
Reference number
©
ISO 2019
© ISO 2019
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Published in Switzerland
ii © ISO 2019 – All rights reserved
Contents Page
Foreword .v
Introduction .vi
1 Scope . 1
2 Normative references . 1
3 Terms and definitions . 1
4 Principle . 3
4.1 Virus extraction . 3
4.2 RNA extraction . 3
4.3 Real-time RT-PCR . 3
4.4 Control materials . 4
4.4.1 Process control virus . 4
4.4.2 EC RNA control . 4
4.5 Test results. 4
5 Reagents . 4
5.1 General . 4
5.2 Reagents used as supplied . 4
5.3 Reagents requiring preparation . 6
6 Equipment and consumables . 7
7 Sampling . 8
8 Procedure. 8
8.1 General laboratory requirements . 8
8.2 Virus extraction . 8
8.2.1 General. 8
8.2.2 Process control virus material . 9
8.2.3 Negative process control . 9
8.2.4 Surfaces . 9
8.2.5 Soft fruit and leaf, stem and bulb vegetables. 9
8.2.6 Bottled water .10
8.2.7 Bivalve molluscan shellfish (BMS) .10
8.3 RNA extraction .11
8.4 Real-time RT-PCR .11
8.4.1 General requirements .11
8.4.2 Real-time RT-PCR analysis .12
9 Interpretation of results .14
9.1 General .14
9.2 Construction of process control virus RNA standard curve.14
9.3 Control for RT-PCR inhibition.14
9.4 Calculation of extraction efficiency .15
10 Expression of results .15
11 Performance characteristics of the method .16
11.1 Validation study.16
11.2 Sensitivity .16
11.3 Specificity .16
11.4 LOD .16
12 Test report .16
Annex A (normative) Diagram of procedure .17
Annex B (normative) Composition and preparation of reagents and buffers .18
Annex C (informative) Real-time RT-PCR mastermixes and cycling parameters .21
Annex D (informative) Real-time RT-PCR primers and hydrolysis probes for the detection of
HAV, norovirus GI and GII and mengo virus (process control) .22
Annex E (informative) Growth of mengo virus strain MC for use as a process control .25 ®
Annex F (informative) RNA extraction using the BioMerieux NucliSens system .26
Annex G (informative) Generation of external control RNA (EC RNA) stocks .28
Annex H (informative) Typical optical plate layout .31
Annex I (informative) Method validation studies and performance characteristics .32
Bibliography .40
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Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards
bodies (ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out
through ISO technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical
committee has been established has the right to be represented on that committee. International
organizations, governmental and non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work.
ISO collaborates closely with the International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of
electrotechnical standardization.
The procedures used to develop this document and those intended for its further maintenance are
described in the ISO/IEC Directives, Part 1. In particular, the different approval criteria needed for the
different types of ISO documents should be noted. This document was drafted in accordance with the
editorial rules of the ISO/IEC Directives, Part 2 (see www .iso .org/directives).
Attention is drawn to the possibility that some of the elements of this document may be the subject of
patent rights. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights. Details of
any patent rights identified during the development of the document will be in the Introduction and/or
on the ISO list of patent declarations received (see www .iso .org/patents).
Any trade name used in this document is information given for the convenience of users and does not
constitute an endorsement.
For an explanation of the voluntary nature of standards, the meaning of ISO specific terms and
expressions related to conformity assessment, as well as information about ISO's adherence to the
World Trade Organization (WTO) principles in the Technical Barriers to Trade (TBT) see www .iso
.org/iso/foreword .html.
This document was prepared by the European Committee for Standardization (CEN) Technical
Committee CEN/TC 275, Food analysis — Horizontal methods, in collaboration with ISO Technical
Committee TC 34, Food products, Subcommittee SC 9, Microbiology, in accordance with the agreement
on technical cooperation between ISO and CEN (Vienna Agreement).
This first edition cancels and replaces ISO/TS 15216-2:2013, which has been technically revised with
the following changes:
— a requirement to use a suitable buffer for the dilution of control materials has been added;
— the method for generating process control virus RNA for the standard curve has been changed;
— breakpoints with a defined temperature and time parameters in the extraction methods have
been added;
— the terminology has been changed from amplification efficiency to RT-PCR inhibition;
— extra real-time RT-PCR reactions for sample RNA and negative controls have been added;
— method characteristics and the results of method validation studies have been added.
A list of all parts in the ISO 15216 series can be found on the ISO website.
Any feedback or questions on this document should be directed to the user’s national standards body. A
complete listing of these bodies can be found at www .iso .org/members .html.
Introduction
Hepatitis A virus (HAV) and norovirus are important agents of food-borne human viral illness. No
routine methods exist for culture of norovirus, and HAV culture methods are not appropriate for routine
application to food matrices. Detection is therefore reliant on molecular methods using the reverse-
transcriptase polymerase chain reaction (RT-PCR). As many food matrices contain substances that
are inhibitory to RT-PCR, it is necessary to use an extraction method that produces highly clean RNA
preparations that are fit for purpose. For surfaces, viruses are removed by swabbing. For soft fruit and
leaf, stem and bulb vegetables, virus extraction is by elution with agitation followed by precipitation
with PEG/NaCl. For bottled water, adsorption and elution using positively charged membranes followed
by concentration by ultrafiltration is used. For bivalve molluscan shellfish (BMS), viruses are extracted
from the tissues of the digestive glands using treatment with a proteinase K solution. For all matrices
that are not covered by this document, it is necessary to validate this method. All matrices share a
common RNA extraction method based on virus capsid disruption with chaotropic reagents followed
by adsorption of RNA to silica particles. Real-time RT-PCR monitors amplification throughout the real-
time RT-PCR cycle by measuring the excitation of fluorescently labelled molecules. In real-time RT-PCR
with hydrolysis probes, the fluorescent label is attached to a sequence-specific nucleotide probe that
also enables simultaneous confirmation of target template. These modifications increase the sensitivity
and specificity of the real-time RT-PCR method, and obviate the need for additional amplification
product confirmation steps post real-time RT-PCR. Due to the complexity of the method, it is necessary
to include a comprehensive suite of controls. The method described in this document enables detection
of virus RNA in the test sample. A schematic diagram of the testing procedure is shown in Annex A.
The main changes, listed in the Foreword, introduced in this document compared to ISO/TS 15216-2:2013,
are considered as minor (see ISO 17468).
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INTERNATIONAL STANDARD ISO 15216-2:2019(E)
Microbiology of the food chain — Horizontal method for
determination of hepatitis A virus and norovirus using
real-time RT-PCR —
Part 2:
Method for detection
1 Scope
This document specifies a method for detection of hepatitis A virus (HAV) and norovirus genogroups
I (GI) and II (GII), from test samples of foodstuffs [(soft fruit, leaf, stem and bulb vegetables, bottled
water, bivalve molluscan shellfish (BMS)] or surfaces using real-time RT-PCR.
This method is not validated for detection of the target viruses in other foodstuffs (including multi-
component foodstuffs), or any other matrices, nor for the detection of other viruses in foodstuffs,
surfaces or other matrices.
2 Normative references
The following documents are referred to in the text in such a way that some or all of their content
constitutes requirements of this document. For dated references, only the edition cited applies. For
undated references, the latest edition of the referenced document (including any amendments) applies.
ISO 20838, Microbiology of food and animal feeding stuffs — Polymerase chain reaction (PCR) for the
detection of food-borne pathogens — Requirements for amplification and detection for qualitative methods
ISO 22119, Microbiology of food and animal feeding stuffs — Real-time polymerase chain reaction (PCR) for
the detection of food-borne pathogens — General requirements and definitions
ISO 22174, Microbiology of food and animal feeding stuffs — Polymerase chain reaction (PCR) for the
detection of food-borne pathogens — General requirements and definitions
3 Terms and definitions
For the purposes of this document, the terms and definitions given in ISO 20838, ISO 22119, ISO 22174
and the following apply.
ISO and IEC maintain terminological databases for use in standardization at the following addresses:
— ISO Online browsing platform: available at https:/ /www. iso. org/obp
— IEC Electropedia: available at http:/ /www.e lectropedia. org/
3.1
foodstuff
substance used or prepared for use as food
Note 1 to entry: For the purposes of this document, this definition includes bottled water.
3.2
surface
surface of food, food preparation surface or food contact surface
3.3
soft fruit
small edible stoneless fruit
EXAMPLE Strawberries, raspberries, currants.
3.4
leaf, stem and bulb vegetables
leaves, stems and bulbs of plants, eaten as a vegetable
EXAMPLE Lettuce, green onions.
3.5
hepatitis A virus
HAV
member of the Picornaviridae family responsible for infectious hepatitis
Note 1 to entry: Genetically, HAV can be subdivided into six genotypes on the basis of the VP1/2A region
(genotypes 1, 2 and 3 have been found in humans, while genotypes 4, 5, and 6 are of simian origin). There is only
one serotype.
Note 2 to entry: Transmission occurs via the faecal-oral route by person-to-person contact, through the
consumption of contaminated foodstuffs (3.1), contact with contaminated water or surfaces (3.2), or contact with
contaminated fomites. HAV is classified as a group 2 biological agent by the European Union and as a risk group 2
human aetiological agent by the United States National Institutes of Health.
3.6
norovirus
member of the Caliciviridae family responsible for sporadic cases and outbreaks of acute gastroenteritis
Note 1 to entry: Genetically, norovirus can be subdivided into seven separate genogroups. Three of these
genogroups, GI, GII and GIV have been implicated in human gastrointestinal disease. GI and GII are responsible
for the vast majority of clinical cases.
Note 2 to entry: Transmission occurs via the faecal-oral route by person-to-person contact, through the
consumption of contaminated foodstuffs (3.1), through contact with contaminated water or surfaces (3.2), or
contact with contaminated fomites. GI and GII noroviruses are classified as group 2 biological agents by the
European Union and as risk group 2 human aetiological agents by the United States National Institutes of Health.
3.7
detection of HAV
detection of HAV (3.5) RNA in a predetermined mass or volume of foodstuff (3.1), or on the area of a
surface (3.2)
3.8
detection of norovirus
detection of norovirus (3.6) RNA in a predetermined mass or volume of foodstuff (3.1), or on the area of
a surface (3.2)
3.9
process control virus
virus added to the sample portion at the earliest opportunity prior to virus extraction to control for
extraction efficiency
3.10
process control virus RNA
RNA extracted from the process control virus (3.9) in order to produce standard curve data for the
estimation of extraction efficiency
3.11
negative RNA extraction control
control free of target RNA carried through all steps of the RNA extraction and detection procedure to
monitor any contamination events
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3.12
negative process control
target pathogen-free sample of the food matrix, or target pathogen-free non-matrix sample, that is run
through all stages of the analytical process
3.13
hydrolysis probe
fluorescent probe coupled with a fluorescent reporter molecule and a quencher molecule, which are
sterically separated by the 5′-3′-exonuclease activity of the enzyme during the amplification process
3.14
negative real-time RT-PCR control
aliquot of highly pure water used in a real-time RT-PCR reaction to assess contamination in the real-
time RT-PCR reagents
3.15
external control RNA
EC RNA
reference RNA that can be used to assess inhibition of amplification for the real-time RT-PCR assay of
relevance by being added in a defined amount to an aliquot of sample RNA in a separate reaction
EXAMPLE RNA synthesized by in vitro transcription from a plasmid carrying a copy of the target gene.
3.16
C value
q
quantification cycle, which is the cycle at which the target is quantified in a given real-time RT-PCR
reaction
Note 1 to entry: This corresponds to the cycle at which reaction fluorescence rises above a threshold level.
4 Principle
4.1 Virus extraction
The foodstuffs and surfaces covered by this document are often highly complex matrices and the target
viruses can be present at low concentrations. It is therefore necessary to carry out matrix-specific virus
extraction and/or concentration in order to provide a substrate for subsequent common parts of the
process. The choice of method depends upon the matrix.
4.2 RNA extraction
It is necessary to extract RNA using a method that yields RNA preparations of suitable purity to reduce
the effect of RT-PCR inhibitors. In this document, the chaotropic agent guanidine thiocyanate is used to
disrupt the viral capsid. RNA is then adsorbed to silica to assist purification through several washing
stages. Purified viral RNA is released from the silica into a buffer prior to real-time RT-PCR.
4.3 Real-time RT-PCR
This document uses one-step real-time RT-PCR using hydrolysis probes. In one-step real-time RT-PCR,
reverse transcription and PCR amplification are carried out consecutively in the same tube.
Real-time RT-PCR using hydrolysis probes utilizes a short DNA probe with a fluorescent label and a
fluorescence quencher attached at the 5’ and 3’ ends, respectively. The assay chemistry ensures that as
the quantity of amplified product increases, the probe is hydrolysed and the fluorescent signal from the
label increases proportionately.
Due to the low levels of virus template often present in foodstuffs or surfaces and the strain diversity in
the target viruses, the selection of fit-for-purpose one step real-time RT-PCR reagents and PCR primers
and hydrolysis probes for the target viruses is important. Guidelines for their selection are given in
5.2.19 and 5.2.20. Illustrative details of reagents, primers, and probes (used in the development of this
document) are provided in Annexes C and D.
4.4 Control materials
4.4.1 Process control virus
Losses of target virus can occur at several stages during sample virus extraction and RNA extraction.
To account for these losses, samples are spiked at the earliest opportunity prior to virus extraction
with a defined amount of a process control virus. The level of recovery of the process control virus shall
be determined for each sample.
The virus selected for use as a process control shall be a culturable non-enveloped positive-sense
ssRNA virus of a similar size to the target viruses to provide a good morphological and physicochemical
model. The process control virus shall exhibit similar persistence in the environment to the targets.
The virus shall be sufficiently distinct genetically from the target viruses that real-time RT-PCR assays
for the target and process control viruses do not cross-react, and shall not normally be expected to
occur naturally in the foodstuffs or surfaces under test.
An example of the preparation of process control virus (used in the development of this document) is
provided in Annex E.
4.4.2 EC RNA control
Many food matrices contain substances inhibitory to RT-PCR, and there is also a possibility of carryover
of further inhibitory substances from upstream processing. In order to evaluate RT-PCR inhibition in
individual samples, EC RNA (an RNA species carrying the target sequence of interest, 5.3.11) is added
to an aliquot of sample RNA and tested using the real-time RT-PCR method. Comparison of the results
of this with the results of EC RNA in the absence of sample RNA enables determination of the level of
RT-PCR inhibition in each sample under test. In addition, in this method, the EC RNA control acts as a
positive control for real-time RT-PCR for the target viruses.
Alternative approaches for the assessment of RT-PCR inhibition are permitted, provided that the
alternative approach can be demonstrated to provide equivalent performance to the use of EC RNA
control as described in this document.
4.5 Test results
For surfaces, this method provides a result expressed either as “virus genome detected” or “virus
genome not detected” followed by “in x cm ”, where x is the approximate surface area swabbed. Where
it is not possible to record the surface area swabbed, results are expressed either as “virus genome
detected” or “virus genome not detected”. For other sample types, results are expressed as “virus
genome detected” or “virus genome not detected” followed by “in x ml” or “in x g”, where x is the amount
of sample tested.
5 Reagents
5.1 General
Use only reagents of recognized analytical grade, unless otherwise specified.
For current laboratory practice, see ISO 7218.
5.2 Reagents used as supplied
5.2.1 Molecular biology grade water.
4 © ISO 2019 – All rights reserved
5.2.2 Polyethylene glycol (PEG), mean relative molecular mass 8 000.
5.2.3 Sodium chloride (NaCl).
5.2.4 Potassium chloride (KCl).
5.2.5 Disodium hydrogenphosphate (Na HPO ).
2 4
5.2.6 Potassium dihydrogenphosphate (KH PO ).
2 4
5.2.7 Tris base.
5.2.8 Glycine.
5.2.9 Beef extract powder.
5.2.10 Proteinase K.
5.2.11 Pectinase from Aspergillus niger or A. aculeatus.
5.2.12 Chloroform.
5.2.13 n-Butanol.
5.2.14 Sodium hydroxide (NaOH) (≥ 10 mol/l).
5.2.15 Hydrochloric acid (HCl) (≥ 5 mol/l).
5.2.16 Ethylenediaminetetraacetic acid (EDTA) disodium dihydrate.
5.2.17 Silica, lysis, wash and elution buffers for extraction of viral RNA. Reagents shall enable
processing of 500 μl of sample extract, using lysis with a chaotropic buffer containing guanidine
[4]
thiocyanate and using silica as the RNA-binding matrix. Following treatment of silica-bound RNA with
wash buffer(s) to remove impurities, RNA shall be eluted in 100 μl elution buffer.
The RNA preparation shall be of a quality and concentration suitable for the intended purpose. See
Annex F for illustrative details of RNA extraction reagents (used in the development of the method
described in this document).
5.2.18 Reagents for one step real-time RT-PCR. Reagents shall allow processing of 5 μl RNA in 25 μl
total volume. They shall be suitable for one step real-time RT-PCR using hydrolysis probes (the DNA
polymerase used shall possess 5′-3′ exonuclease activity) and sufficiently sensitive for the detection of
virus RNA as expected in virus-contaminated foodstuffs and surfaces. See Annex C for illustrative details
of one step real-time RT-PCR reagents (used in the development of this document).
5.2.19 Primers and hydrolysis probes for detection of HAV and norovirus GI and GII. Primer and
hydrolysis probe sequences shall be published in a peer-reviewed journal and be verified for use against
a broad range of strains of target virus. Primers for detection of HAV shall target the 5′ non-coding region
of the genome. Primers for detection of norovirus GI and GII shall target the ORF1/ORF2 junction of the
genome. See Annex D for illustrative details of primers and hydrolysis probes for detection of HAV and
norovirus GI and GII (used in the development of this document).
5.2.20 Primers and hydrolysis probes for detection of the process control virus. Primer and
hydrolysis probe sequences shall be published in a peer-reviewed journal and be verified for use against
the strain of process virus used. They shall demonstrate no cross-reactivity with the target virus. See
Annex D for illustrative details of primers and hydrolysis probes for detection of the process control
virus (used in the development of this document).
5.3 Reagents requiring preparation
Due to the large number of reagents requiring individual preparation, details of composition and
preparation are given in Annex B. The instructions in Annex B shall be followed when preparing
reagents listed under 5.3.1 to 5.3.8.
5.3.1 5 × PEG/NaCl solution (500 g/l PEG 8 000, 1,5 mol/l NaCl). See B.1.
5.3.2 Chloroform/butanol mixture (1:1 volume fraction). See B.2.
5.3.3 Proteinase K solution (3 000 U/l). See B.3.
5.3.4 Phosphate-buffered saline (PBS). See B.4.
5.3.5 Tris/glycine/beef extract (TGBE) buffer. See B.5.
5.3.6 Tris solution (1 mol/l). See B.6.
5.3.7 EDTA solution (0,5 mol/l). See B.7.
5.3.8 Tris EDTA (TE) buffer (10 mmol/l Tris, 1 mmol/l EDTA). See B.8.
5.3.9 Process control virus material. Process control virus stock shall be diluted by a minimum
factor of 10 in a suitable buffer, e.g. PBS (5.3.4). This dilution shall allow for inhibition-free detection of
the process control virus genome using real-time RT-PCR, but still be sufficiently concentrated to allow
reproducible determination of the lowest dilution used for the process control virus RNA standard curve
(see 8.4.2.2). Split the diluted process control virus material into single use aliquots and store at −15 °C
or below. See Annex E for illustrative details of the preparation of process control virus (used in the
development of the method described in this document).
5.3.10 Real-time RT-PCR mastermixes for target and process control virus. Reagents shall be added
in quantities as specified by the manufacturers (5.2.18) to allow 20 μl mastermix per reaction in a 25 μl
total volume. Optimal primer and probe concentrations shall be used after determination following the
recommendations of the reagent manufacturers. See Annex C for illustrative details of real-time RT-PCR
mastermixes (used in the development of this document).
5.3.11 EC RNA control material. Purified ssRNA carrying the target sequence for each target virus shall
be used. They shall contain levels of contaminating target DNA no higher than 0,1 % and shall not cause
RT-PCR inhibition. The concentrations of each EC RNA stock in copies per microlitre shall be determined,
then the stock shall be diluted in a suitable buffer, e.g. TE buffer (5.3.8), to a concentration of 1 × 10
to 1 × 10 template copies per microlitre. The concentration used shall be appropriate for the types of
samples under test and shall ensure that RT-PCR inhibition calculations are not affected by the presence
of endogenous target RNA in the samples. As EDTA can act as an inhibitor of RT-PCR, buffers used to
dilute EC RNA shall not contain concentrations of EDTA greater than 1 mmol/l. Split the diluted EC RNA
preparation (EC RNA control material) into single use aliquots and store at 5 °C (6.4) for up to 24 h, at
6 © ISO 2019 – All rights reserved
−15 °C or below for up to 6 months, or at −70 °C or below for longer periods. See Annex G for illustrative
details of the preparation of EC RNA (used in the development of this document).
Alternative approaches for the assessment of RT-PCR inhibition are permitted, provided that the
alternative approach can be demonstrated to provide equivalent performance to the use of EC RNA
control as described in this document.
6 Equipment and consumables
Standard microbiological laboratory equipment (see ISO 7218) and, in particular, the following.
6.1 Micropipettes and tips of a range of sizes, e.g. 1 000 μl, 200 μl, 20 μl, 10 μl. Aerosol resistant tips
shall be used unless unobstructed tips are required, e.g. for aspiration (as in 6.8 and F.3).
6.2 Pipette filler and pipettes of a range of sizes, e.g. 25 ml, 10 ml, 5 ml.
6.3 Vortex mixer.
6.4 Refrigerator, capable of operating at (5 ± 3) °C
−1
6.5 Shaker, capable of operating at approximately 50 oscillations min .
−1
6.6 Shaking incubator, operating at (37 ± 2) °C and approximately 320 oscillations min or
equivalent.
6.7 Rocking platform(s) or equivalent for use at room temperature and (5 ± 3) °C at approximately
−1
60 oscillations min .
6.8 Aspirator or equivalent apparatus for removing supernatant.
6.9 Water bath, capable of operating at (60 ± 2) °C or equivalent.
6.10 Centrifuge(s) and rotor(s), capable of the following run speeds, run temperatures and rotor
capacities:
a) 10 000g at (5 ± 3) °C with capacity for tubes of at least 35 ml volume;
b) 10 000g at (5 ± 3) °C with capacity for chloroform-resistant tubes with 2 ml volume;
c) 4 000g at room temperature with capacity for centrifugal filter concentration devices (6.16).
6.11 Centrifuge tubes and bottles of a range of sizes, 1,5 ml, 5 ml, 15 ml, 50 ml, etc. Chloroform-
resistant tubes with 2 ml capacity are necessary.
6.12 pH meter (or pH testing strips with demarcations of 0,5 pH units or lower).
6.13 Sterile cotton swabs.
6.14 Mesh filter bags (400 ml).
6.15 Positively charged membrane filters, with 0,45 μm pore size (47 mm diameter).
6.16 Centrifugal filter concentration devices, with 15 ml capacity and 100 kDa relative molecular
mass cut-off.
6.17 Vacuum source or equivalent positive pressure apparatus for filtering and filtration tower with
aperture for 47 mm diameter membrane.
6.18 Sterile shucking knife or equivalent tools for opening BMS.
6.19 Rubber block or equivalent apparatus for holding BMS during opening.
6.20 Scissors and forceps or equivalent tools for dissecting BMS.
6.21 Sterile Petri dishes.
6.22 Razor blades or equivalent tools for chopping BMS digestive glands.
6.23 Heavy duty safety glove.
6.24 RNA extraction equipment, suitable for extraction methods using silica and associated reagents
(5.2.17). See Annex F for illustrative details of RNA extraction apparatus (used in the development of this
document).
6.25 Real-time PCR machine(s), i.e. thermal cycler(s), equipped with an energy source suitable
for the excitation of fluorescent molecules, and an optical detection system for real-time detection of
fluorescence signals generated during real-time RT-PCR with hydrolysis probe chemistry.
6.26 Associated consumables for real-time RT-PCR, e.g. optical plates and caps, suitable for use with
the selected real-time RT-PCR machine.
7 Sampling
If there is no specific International Standard dealing with the sampling of the product concerned, it is
recommended that the parties concerned come to an agreement on the subject.
It is important the laboratory receive a sample that is representative and that has not been damaged or
changed during transport or storage, e.g. samples that were frozen on collection shall not be allowed
to defrost prior to receipt at the laboratory, samples that were not frozen upon collection shall not be
frozen prior to receipt at the laboratory.
8 Procedure
8.1 General laboratory requirements
The testing procedure shall be as shown in the schematic diagram in Annex A.
Sample extraction and real-time RT-PCR shall be carried out in separate working areas or rooms as
specified in ISO 22174.
8.2 Virus extraction
8.2.1 General
The selection of method is dependent upon the food matrix under test.
8 © ISO 2019 – All rights reserved
8.2.2 Process control virus material
Immediately before a batch of test samples is processed, pool together sufficient aliquots of process
control virus material (5.3.9) for all individual test samples (allow 10 μl per test sample plus 25 μl
excess).
Retain a (20 ± 1) μl portion of pooled process control virus material for RNA extraction and preparation
of the standard curve of process control virus RNA (see 8.4.2.2). Store at 5 °C (6.4) for a maximum of
24 h, at −15 °C or below for up to 6 months, or at −70 °C or below for longer periods.
8.2.3 Negative process control
A negative process control sample shall be run in parallel to test samples at a frequency determined as
part of the laboratory quality assurance programme.
8.2.4 Surfaces
Using a sterile cotton swab premoistened in PBS (5.3.4), intensively swab the surface (maximum area,
100 cm ) under test, applying a little pressure to detach virus particles. Where practical, record the
approximate area swabbed in square centimetres.
Process the swab immediately, or place in a suitable container and store at 5 °C (6.4) for a maximum of
72 h, at −15 °C or below for up to 6 months, or at −70 °C or below for longer periods.
Add (10 ± 0,5) μl of process control virus material (see 8.2.2) to the swab.
Immediately after the addition of process control virus material, immerse the swab in a tube containing
(490 ± 10) μl lysis buffer as used for RNA extraction (5.2.17), then press against the side of the tube to
release liquid. Repeat the immersion and pressing cycle three or four times to ensure maximum yield
of virus.
Proceed immediately to RNA extraction (see 8.3).
8.2.5 Soft fruit and leaf, stem and bulb vegetables
Soft fruit and leaf, stem and bulb vegetables for analysis shall be fresh or frozen. Samples shall not have
been subject to any processing other than chopping, trimming, washing, decontamination, conditioning,
etc. as for pre-cut and packaged soft fruit, leaf, stem and bulb vegetables, etc. Mud adhering to the surface
shall be removed prior to analysis by gentle scrubbing, but without immersing the samples in water.
Coarsely chop (25 ± 0,3) g of soft fruits or leaf, stem or bulb vegetables into pieces of approximately
2,5 cm × 2,5 cm × 2,5 cm (it is not necessary to chop if, for example, individual fruits are smaller than
this size) and transfer to the sample compartment of a 400 ml mesh filter bag. Add (10 ± 0,5) μl of
process control virus material (see 8.2.2) to the sample. Add (40 ± 1) ml TGBE (5.3.5) (for soft fruit
samples, add ≥ 30 units pectinase from A. niger, or ≥ 1 140 units pectinase from A. aculeatus to the
buffer [5.2.11]).
−1
Incubate at room temperature with constant rocking at approximately 60 oscillations min for
(20 ± 1) min. For acidic soft fruits, the pH of the eluate shall be monitored at 10 min intervals during
incubation. If the pH falls below 9,0, it shall be adjusted to 9,5 ± 0,5 with NaOH (≥ 10 mol/l). Extend the
period of incubation by 10 min for every time the pH is adjusted. Do not make more than three such pH
adjustments per sample. Decant the eluate from the filtered compartment into a centrifuge tube (use
two tubes if necessary to accommodate volume).
Clarify by centrifugation at 10 000g for (30 ± 5) min at 5 °C (6.10).
Decant the supernatant into a single clean tube or bottle and adjust to pH 7,0 ± 0,5 with HCl (≥ 5 mol/l).
Add 0,25 volumes of 5 × PEG/NaCl solution (5.3.1) (to produce a final concentration of 100 g/l
PEG 0,3 mol/l NaCl), homogenize by shaking for (60 ± 5) s then incubate with constant rocking at
−1
approximately 60 oscillations min at 5 °C for (60 ± 5) min (6.7).
Centrifuge at 10 000g for (30 ± 5) min at 5 °C (6.10). Split the volume across two centrifuge tubes if
necessary.
Decant and discard the supernatant, then centrifuge at 10 000g for (5 ± 1) min at 5 °C (6.10) to compact
the pellet.
Discard the supernatant and resuspend the pellet in (500 ± 10) μl PBS (5.3.4). For samples that produce
large pellets after centrifugation, a larger volume up to (1 000 ± 20) µl of PBS may be necessary in order
to completely resuspend the pellet. If a single sample has been split across two tubes, resuspend both
pellets stepwise in the same aliquot of PBS using the same pipette tip.
For extraction from leaf, stem or bulb vegetables, transfer the suspension to a suitable tube and retain
for RNA extraction (see 8.3). Sample extract shall be processed immediately, or stored at 5 °C (6.4) for a
maximum of 24 h, at −15 °C or below for up to 6 months, or at −70 °C or below for longer periods.
For extraction from soft fruit, a further extraction step is required. Transfer the suspension to a
chloroform-resistant centrifuge tube (6.11). Add (500 ± 10) μl chloroform/butanol mixture (5.3.2),
vortex to mix, then incubate at room temperature for 5 min. If more than 500 μl PBS was used to
resuspend the pellet, add an equal volume of chloroform/butanol mixture.
Centrifuge at 10 000g for (15 ± 1) min at 5 °C (6.10). Carefully transfer the aqueous (upper) phase to a
fresh tube and retain for RNA extraction (see 8.3).
Sample extract shall be processed immediately, or stored at 5 °C (6.4) for a maximum of 24 h, at −15 °C
or below for up to 6 months, or at −70 °C or below for longer periods.
8.2.6 Bottled water
This document is appropriate for volumes up to 2 l. For each sample, record the volume tested.
Add (10 ± 0,5) μl of process control virus material (see 8.2.2) to the sample under test. Shake to mix.
Using a vacuum or positive pressure source (6.17), filter entire sample through a positively charged
47 mm membrane (6.15). Transfer the filter into a sterile tube, then add (4 ± 0,1) ml of TGBE buffer
(5.3.5).
Add (10 ± 0,2) ml TGBE buffer to the empty sample bottle. Shake both tube and bottle at approximately
−1
50 oscillations min for (20 ± 5) min.
Pool the eluates from the tube and bottle together in a
...
NORME ISO
INTERNATIONALE 15216-2
Première édition
2019-07
Microbiologie dans la chaine
alimentaire — Méthode horizontale
pour la recherche des virus de
l'hépatite A et norovirus par la
technique RT-PCR en temps réel —
Partie 2:
Méthode de détection
Microbiology of the food chain — Horizontal method for determination
of hepatitis A virus and norovirus using real-time RT-PCR —
Part 2: Method for detection
Numéro de référence
©
ISO 2019
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y compris la photocopie, ou la diffusion sur l’internet ou sur un intranet, sans autorisation écrite préalable. Une autorisation peut
être demandée à l’ISO à l’adresse ci-après ou au comité membre de l’ISO dans le pays du demandeur.
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Publié en Suisse
ii © ISO 2019 – Tous droits réservés
Sommaire Page
Avant-propos .v
Introduction .vi
1 Domaine d’application . 1
2 Références normatives . 1
3 Termes et définitions . 1
4 Principe . 3
4.1 Extraction de virus . 3
4.2 Extraction d’ARN . 3
4.3 RT-PCR en temps réel . 3
4.4 Témoins . 4
4.4.1 Virus témoin de processus . 4
4.4.2 Témoin ARN CE . 4
4.5 Résultats des essais . 4
5 Réactifs . 5
5.1 Généralités . 5
5.2 Réactifs utilisés dans l’état . 5
5.3 Réactifs nécessitant une préparation . 6
6 Équipement et consommables . 7
7 Échantillonnage . 9
8 Mode opératoire. 9
8.1 Exigences générales de laboratoire . 9
8.2 Extraction de virus . 9
8.2.1 Généralités . 9
8.2.2 Virus témoin de processus . 9
8.2.3 Témoin négatif de processus . 9
8.2.4 Surfaces . 9
8.2.5 Baies et légumes feuilles, tiges et bulbes .10
8.2.6 Eau embouteillée .11
8.2.7 Mollusques bivalves (MBV) .11
8.3 Extraction d’ARN .12
8.4 RT-PCR en temps réel .12
8.4.1 Exigences générales .12
8.4.2 Analyse de RT-PCR en temps réel .13
9 Interprétation des résultats .15
9.1 Généralités .15
9.2 Élaboration des courbes étalon d’ARN du virus témoin de processus .15
9.3 Contrôle de l’inhibition de la RT-PCR .15
9.4 Calcul du rendement d’extraction .16
10 Expression des résultats.16
11 Caractéristiques de performance de la méthode .17
11.1 Étude de validation.17
11.2 Sensibilité .17
11.3 Spécificité .17
11.4 LDD .
50 17
12 Rapport d’essai .17
Annexe A (normative) Diagramme de mode opératoire.19
Annexe B (normative) Composition et préparation des réactifs et des tampons .20
Annexe C (informative) Mélanges réactionnels de RT-PCR en temps réel et paramètres de cycles 23
Annexe D (informative) Amorces et sondes d’hydrolyse de la RT-PCR en temps réel pour la
détection du VHA, du norovirus GI et GII et du mengovirus (témoin de processus) .24
Annexe E (informative) Multiplication de la souche du mengovirus MC utilisé comme
témoin de processus .27 ®
Annexe F (informative) Extraction d’ARN avec le système NucliSens de chez BioMérieux .28
Annexe G (informative) Solutions mères d’ARN contrôle externe (ARN CE) .30
Annexe H (informative) Disposition de plaque optique type .33
Annexe I (informative) Études de validation de la méthode et caractéristiques de performances .35
Bibliographie .47
iv © ISO 2019 – Tous droits réservés
Avant-propos
L'ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d'organismes
nationaux de normalisation (comités membres de l'ISO). L'élaboration des Normes internationales est
en général confiée aux comités techniques de l'ISO. Chaque comité membre intéressé par une étude
a le droit de faire partie du comité technique créé à cet effet. Les organisations internationales,
gouvernementales et non gouvernementales, en liaison avec l'ISO participent également aux travaux.
L'ISO collabore étroitement avec la Commission électrotechnique internationale (IEC) en ce qui
concerne la normalisation électrotechnique.
Les procédures utilisées pour élaborer le présent document et celles destinées à sa mise à jour sont
décrites dans les Directives ISO/IEC, Partie 1. Il convient, en particulier, de prendre note des différents
critères d'approbation requis pour les différents types de documents ISO. Le présent document a été
rédigé conformément aux règles de rédaction données dans les Directives ISO/IEC, Partie 2 (voir www
.iso .org/directives).
L'attention est attirée sur le fait que certains des éléments du présent document peuvent faire l'objet de
droits de propriété intellectuelle ou de droits analogues. L'ISO ne saurait être tenue pour responsable
de ne pas avoir identifié de tels droits de propriété et averti de leur existence. Les détails concernant
les références aux droits de propriété intellectuelle ou autres droits analogues identifiés lors de
l'élaboration du document sont indiqués dans l'Introduction et/ou dans la liste des déclarations de
brevets reçues par l'ISO (voir www .iso .org/brevets).
Les appellations commerciales éventuellement mentionnées dans le présent document sont données
pour information, par souci de commodité, à l’intention des utilisateurs et ne sauraient constituer un
engagement.
Pour une explication de la nature volontaire des normes, la signification des termes et expressions
spécifiques de l'ISO liés à l'évaluation de la conformité, ou pour toute information au sujet de l'adhésion
de l'ISO aux principes de l’Organisation mondiale du commerce (OMC) concernant les obstacles
techniques au commerce (OTC), voir www .iso .org/avant -propos.
Le présent document a été élaboré par le comité technique du Comité européen de normalisation (CEN)
CEN/TC 275, Analyse des produits alimentaires — Méthodes horizontales, en collaboration avec le comité
technique ISO/TC 34, Produits alimentaires, sous-comité SC 9, Microbiologie, conformément à l’accord de
coopération technique établi entre l’ISO et le CEN (Accord de Vienne).
Cette première édition annule et remplace ISO/TS 15216-2:2013, qui a fait l’objet d’une révision
technique avec les changements suivants:
— une exigence concernant l’utilisation d’un tampon adapté pour la dilution des témoins a été ajoutée;
— la méthode de préparation de l’ARN du virus témoin de processus pour la courbe étalon a été
modifiée;
— des points d’arrêt avec des paramètres définis de température et de temps dans les méthodes
d’extraction ont été ajoutés;
— le terme «efficacité d’amplification» a été remplacé par «inhibition de la RT-PCR»;
— des réactions supplémentaires de RT-PCR en temps réel pour l’ARN de l’échantillon et les témoins
négatifs ont été ajoutées;
— les caractéristiques de la méthode et les résultats des études de validation de la méthode ont été
ajoutés.
Une liste de toutes les parties de la série ISO 15216 se trouve sur le site web de l’ISO.
Il convient que l’utilisateur adresse tout retour d’information ou toute question concernant le présent
document à l’organisme national de normalisation de son pays. Une liste exhaustive desdits organismes
se trouve à l’adresse www .iso .org/fr/members .html.
Introduction
Le virus de l’hépatite A (VHA) et les norovirus sont des agents importants de maladies virales d’origine
alimentaire, chez l’humain. Aucune méthode de routine n’existe pour la culture des norovirus, et les
méthodes de culture du VHA ne sont pas adaptées à l’application en routine aux matrices alimentaires.
La détection dépend ainsi des méthodes moléculaires qui utilisent une transcription inverse suivie
d’une réaction de polymérisation en chaîne (RT-PCR). Étant donné que de nombreuses matrices
alimentaires contiennent des substances inhibitrices de la technique RT-PCR, il est nécessaire d’utiliser
une méthode d’extraction produisant des préparations d’ARN extrêmement pures et adaptées à
l’usage. En ce qui concerne les surfaces, les virus sont prélevés par écouvillonnage. L’extraction de
virus dans les baies et les légumes feuilles, tiges et bulbes s’effectue par élution sous agitation suivie
d’une précipitation au PEG/NaCl. Pour l’eau embouteillée, une adsorption et une élution utilisant
des membranes chargées positivement, suivies d’une étape de concentration par ultrafiltration sont
utilisées. Les virus contaminant les mollusques bivalves (MBV) sont extraits des tissus digestifs par
traitement avec une solution de protéinase K. Pour toutes les matrices qui ne sont pas couvertes par le
présent document, il est nécessaire de valider cette méthode. La méthode d’extraction d’ARN, commune
à toutes les matrices, est basée sur la lyse de la capside du virus par des réactifs chaotropiques, suivie
d’une adsorption de l’ARN sur des particules de silice. La technique de RT-PCR en temps réel permet
de suivre l’amplification tout au long des cycles de RT-PCR en temps réel en mesurant l’excitation de
molécules marquées par fluorescence. Lors d’une RT-PCR en temps réel utilisant une sonde d’hydrolyse,
le marqueur fluorescent est fixé à une sonde nucléotidique spécifique d’une séquence, ce qui permet
une confirmation simultanée de la présence de la séquence cible. Ces modifications augmentent la
sensibilité et la spécificité de la méthode de RT-PCR en temps réel, et rendent alors inutiles les étapes
de confirmation post RT-PCR du produit amplifié. En raison de la complexité de la méthode, il est
nécessaire d’inclure une série exhaustive de témoins. La méthode décrite dans le présent document
permet la détection des ARN viraux dans l’échantillon pour essai. L’Annexe A présente un diagramme
de mode opératoire.
Les principales modifications énumérées dans l’Avant-propos, introduites dans le présent document
par rapport à l’ISO/TS 15216-2:2013, sont considérées comme mineures (voir l’ISO 17468).
vi © ISO 2019 – Tous droits réservés
NORME INTERNATIONALE ISO 15216-2:2019(F)
Microbiologie dans la chaine alimentaire — Méthode
horizontale pour la recherche des virus de l'hépatite A et
norovirus par la technique RT-PCR en temps réel —
Partie 2:
Méthode de détection
1 Domaine d’application
Le présent document spécifie une méthode de détection du virus de l’hépatite A (VHA) et des norovirus
des génogroupes I (GI) et II (GII) dans des échantillons pour essai d’aliments (baies, légumes feuilles,
tiges et bulbes, eau embouteillée, mollusques bivalves) ou sur des surfaces par RT-PCR en temps réel.
Cette méthode n’est pas validée pour la détection des virus cibles dans d’autres aliments (y compris
les aliments à plusieurs composants) ou d’autres matrices, ni pour la détection d’autres virus dans les
aliments, sur les surfaces ou dans d’autres matrices.
2 Références normatives
Les documents suivants sont cités dans le texte de sorte qu’ils constituent, pour tout ou partie de leur
contenu, des exigences du présent document. Pour les références datées, seule l’édition citée s’applique.
Pour les références non datées, la dernière édition du document de référence s’applique (y compris les
éventuels amendements).
ISO 20838, Microbiologie des aliments — Réaction de polymérisation en chaîne (PCR) pour la détection des
micro-organismes pathogènes dans les aliments — Exigences relatives à l'amplification et à la détection
pour les méthodes qualitatives
ISO 22119, Microbiologie des aliments — Réaction de polymérisation en chaîne (PCR) en temps réel pour la
détection des micro-organismes pathogènes dans les aliments — Exigences générales et définitions
ISO 22174, Microbiologie des aliments — Réaction de polymérisation en chaîne (PCR) pour la recherche de
micro-organismes pathogènes dans les aliments — Exigences générales et définitions
3 Termes et définitions
Pour les besoins du présent document, les termes et définitions de l’ISO 20838, l’ISO 22119, l’ISO 22174
ainsi que les suivants, s’appliquent.
L’ISO et l’IEC tiennent à jour des bases de données terminologiques destinées à être utilisées en
normalisation, consultables aux adresses suivantes:
— ISO Online browsing platform: disponible à l’adresse https: //www .iso .org/obp;
— IEC Electropedia: disponible à l’adresse http: //www .electropedia .org/.
3.1
aliment
substance utilisée ou préparée pour être utilisée comme aliment
Note 1 à l'article: Pour les besoins du présent document, cette définition inclut l’eau embouteillée.
3.2
surface
surface des aliments, surface de préparation des aliments ou surface en contact avec les aliments
3.3
baies
petit fruit comestible sans noyau
EXEMPLE Fraises, framboises, groseilles.
3.4
légumes feuilles, tiges et bulbes
feuilles, tiges et bulbes de végétaux consommés en tant que légumes
EXEMPLE Laitue, oignons verts.
3.5
virus de l’hépatite A
VHA
membre de la famille des Picornaviridae responsable d’hépatite infectieuse
Note 1 à l'article: Génétiquement, le VHA peut être subdivisé en six génotypes sur la base de la région VP1/2A
(des génotypes 1, 2 et 3 ont été trouvés chez les humains alors que les génotypes 4, 5 et 6 sont d’origine simienne).
Il n’existe qu’un sérotype.
Note 2 à l'article: La transmission se fait par voie féco-orale de personne à personne, par la consommation
d’aliments (3.1) contaminés, par contact avec de l’eau ou des surfaces (3.2) contaminées, ou par contact avec des
matières contaminées. Le VHA est classé comme étant un agent biologique de groupe 2 par l’Union européenne et
un agent pathogène du groupe de risque 2 selon les United States National Institutes of Health.
3.6
norovirus
membre de la famille des Caliciviridae responsable de cas sporadiques et d’épidémies de
gastroentérites aiguës
Note 1 à l'article: Génétiquement, les norovirus peuvent être subdivisés en sept génogroupes distincts. Trois de
ces génogroupes, GI, GII et GIV, ont été impliqués dans des troubles gastro-intestinaux chez l’homme. GI et GII
sont responsables de la grande majorité des cas cliniques.
Note 2 à l'article: La transmission se fait par voie féco-orale de personne à personne, par la consommation d’aliments
(3.1) contaminés, par contact avec de l’eau ou des surfaces (3.2) contaminées, ou par contact avec des matières
contaminées. Les norovirus GI et GII sont classés comme étant des agents biologiques de groupe 2 par l’Union
européenne et des agents pathogènes du groupe de risque 2 selon les United States National Institutes of Health.
3.7
détection du VHA
détection de l’ARN du VHA (3.5) dans une masse ou un volume d’aliments (3.1) ou sur une superficie de
surface (3.2) prédéterminés
3.8
détection des norovirus
détection de l’ARN du norovirus (3.6) dans une masse ou un volume d’aliments (3.1) ou sur une superficie
de surface (3.2) prédéterminés
3.9
virus témoin de processus
virus ajouté à la prise d’échantillon, avant de commencer l’extraction du virus, afin de contrôler le
rendement d’extraction
3.10
ARN du virus témoin
ARN extrait du virus témoin de processus (3.9) permettant d’établir une courbe étalon en vue de
l’estimation du rendement d’extraction
2 © ISO 2019 – Tous droits réservés
3.11
témoin négatif d’extraction d’ARN
témoin sans ARN cible soumis à toutes les étapes du mode opératoire d’extraction d’ARN et de détection
permettant de s’assurer de l’absence de contamination
3.12
témoin négatif de processus
échantillon de la matrice alimentaire sans agent pathogène cible, ou échantillon n’appartenant pas à la
matrice sans agent pathogène cible, soumis à toutes les étapes du processus analytique
3.13
sonde d’hydrolyse
sonde fluorescente couplée à une molécule fluorescente et une molécule quencher, qui sont séparées de
façon stérique par l’activité d’exonucléasique 5‘-3‘ de l’enzyme pendant le processus d’amplification
3.14
témoin négatif de RT-PCR en temps réel
aliquot d’eau très pure utilisée dans une RT-PCR en temps réel permettant de s’assurer de la non-
contamination des réactifs de RT-PCR en temps réel
3.15
ARN contrôle externe
ARN CE
ARN de référence pouvant être utilisé pour évaluer l’inhibition de l’amplification d’une réaction de
RT-PCR en temps réel appropriée, qui est ajouté à un aliquot d’ARN de l’échantillon selon une quantité
donnée dans une réaction distincte
EXEMPLE ARN synthétisé par transcription in vitro à partir d’un plasmide portant une copie du gène cible.
3.16
valeur C
q
cycle de quantification, correspondant au moment réactionnel où la cible est quantifiée pour une
réaction donnée de RT-PCR en temps réel
Note 1 à l'article: Cela correspond au cycle auquel la réaction de fluorescence dépasse un niveau seuil.
4 Principe
4.1 Extraction de virus
Les aliments et les surfaces couverts par le présent document sont souvent des matrices hautement
complexes et les virus cibles peuvent être présents à de faibles concentrations. Il est donc nécessaire
d’effectuer une extraction et/ou une concentration du virus propre à la matrice afin de produire un
substrat pour les parties communes ultérieures du processus. Le choix de la méthode dépend de la
matrice.
4.2 Extraction d’ARN
Il est nécessaire d’extraire l’ARN en utilisant une méthode qui permet d’obtenir des préparations d’ARN
de pureté appropriée afin de réduire les effets des inhibiteurs de RT-PCR. Dans le présent document,
le thiocyanate de guanidinium, réactif chaotropique, est utilisé pour la lyse de la capside virale. L’ARN
est ensuite adsorbé sur de la silice afin de faciliter la purification à travers plusieurs étapes de lavage.
L’ARN viral purifié est libéré de la silice dans un tampon avant la RT-PCR en temps réel.
4.3 RT-PCR en temps réel
Le présent document utilise la RT-PCR en temps réel en une étape avec des sondes d’hydrolyse. Dans la
technique de RT-PCR en temps réel en une étape, la transcription inverse et l’amplification par PCR sont
effectuées consécutivement dans le même tube.
La RT-PCR en temps réel utilisant des sondes d’hydrolyse comprend une sonde d’ADN courte marquée
par une molécule fluorescente et un quencher fluorescent respectivement aux extrémités 5’ et 3’. La
chimie de cette réaction garantit qu’au cours du processus d’amplification de la cible, la sonde est
hydrolysée et le signal fluorescent libéré par la sonde augmente proportionnellement.
En raison des faibles concentrations de virus cible dans les aliments ou sur les surfaces et de la diversité
des souches dans les virus cibles, il est important de sélectionner de façon adéquate des réactifs pour
RT-PCR en temps réel en une étape, des amorces PCR et des sondes d’hydrolyse adaptés aux virus cibles.
Pour cela, des lignes directrices sont données en 5.2.19 et 5.2.20. Des exemples détaillés de réactifs,
d’amorces et de sondes (utilisés lors de l’élaboration du présent document) sont fournis dans les
Annexes C et D.
4.4 Témoins
4.4.1 Virus témoin de processus
Des pertes de virus cible peuvent se produire à différentes étapes lors de l’extraction de virus dans
l’échantillon et de l’extraction de l’ARN. Afin de contrôler ces pertes, les échantillons sont contaminés
artificiellement dès que cela est possible avant de commencer l’extraction du virus avec une quantité
définie de virus témoin de processus. Le niveau de récupération du virus témoin de processus doit être
déterminé pour chaque échantillon.
Le virus sélectionné en tant que témoin de processus doit être un virus cultivable, non enveloppé, à
ARNsb (simple brin) de polarité positive, de taille similaire aux virus cibles afin de fournir un modèle
morphologique et physico-chimique correct. Le virus témoin de processus doit montrer une persistance
dans l’environnement semblable aux virus cibles. Le virus doit être suffisamment différent sur le plan
génétique par rapport aux virus cibles afin de ne pas avoir de réactions RT-PCR en temps réel croisées
entre virus cibles et virus témoins, et sa présence dans les aliments ou sur les surfaces à l’état naturel
ne doit normalement pas être possible.
Un exemple de préparation du virus témoin de processus (utilisé lors de l’élaboration du présent
document) est fourni à l’Annexe E.
4.4.2 Témoin ARN CE
Des substances inhibitrices de la RT-PCR sont contenues dans de nombreuses matrices alimentaires,
mais peuvent également provenir d’une contamination due à un traitement effectué en amont. Afin
d’évaluer l’éventuelle inhibition de la RT-PCR dans un échantillon individuel, un ARN CE (une séquence
d’ARN comportant la séquence cible d’intérêt, 5.3.11) est ajouté à un aliquot d’ARN de l’échantillon et
soumis à essai en utilisant la méthode RT-PCR en temps réel. Une comparaison des résultats de cet essai
avec les résultats d’un ARN CE amplifié en l’absence d’ARN de l’échantillon permet la détermination du
niveau d’inhibition de la RT-PCR pour chaque échantillon soumis à essai. De plus, dans cette méthode, le
témoin ARN CE agit comme un témoin positif de la RT-PCR en temps réel pour les virus cibles.
Il est permis d’appliquer des approches différentes pour l’évaluation de l’inhibition de la RT-PCR à
condition qu’il soit possible de démontrer que les performances sont équivalentes à celles de la méthode
utilisant l’ARN CE.
4.5 Résultats des essais
En ce qui concerne les surfaces, cette méthode fournit un résultat exprimé par «génome de virus
détecté» ou par «génome de virus non détecté», suivi de «dans x cm » où x est la surface approximative
de la zone prélevée. Lorsqu’il n’est pas possible d’enregistrer la surface de prélèvement, les résultats
sont exprimés par «génome de virus détecté» ou «génome de virus non détecté». Pour les autres types
d’échantillons, les résultats sont exprimés par «génome de virus détecté» ou par «génome de virus non
détecté» suivi de «dans x ml» ou «dans x g», où x est la quantité d’échantillon soumis à essai.
4 © ISO 2019 – Tous droits réservés
5 Réactifs
5.1 Généralités
Sauf spécification contraire, utiliser uniquement des réactifs de qualité analytique reconnue.
En ce qui concerne les pratiques de laboratoires en vigueur, voir l’ISO 7218.
5.2 Réactifs utilisés dans l’état
5.2.1 Eau de qualité biologie moléculaire.
5.2.2 Polyéthylène glycol (PEG), de masse moléculaire relative moyenne 8 000.
5.2.3 Chlorure de sodium (NaCl).
5.2.4 Chlorure de potassium (KCl).
5.2.5 Hydrogénophosphate disodique (Na HPO ).
2 4
5.2.6 Dihydrogénophosphate de potassium (KH PO ).
2 4
5.2.7 Tris base.
5.2.8 Glycine.
5.2.9 Extrait de bœuf en poudre.
5.2.10 Protéinase K.
5.2.11 Pectinase d’Aspergillus niger ou A. aculeatus.
5.2.12 Chloroforme.
5.2.13 n-Butanol.
5.2.14 Hydroxyde de sodium (NaOH) (≥10 mol/l).
5.2.15 Acide chlorhydrique (HCl) (≥5 mol/l).
5.2.16 Acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA), sel disodique dihydraté.
5.2.17 Silice, tampons de lyse, de lavage et d’élution pour l’extraction de l’ARN viral. Les réactifs
doivent permettre de traiter 500 μl d’extrait d’échantillon, par réaction de lyse dans un tampon
[4]
chaotropique contenant du thiocyanate de guanidinium et en utilisant la silice comme matrice de
capture de l’ARN. Après traitement de l’ARN lié à la silice par un ou des tampons de lavage éliminant les
impuretés, l’ARN doit être élué dans 100 µl de tampon d’élution.
La préparation d’ARN doit être d’une qualité et d’une concentration adaptées aux fins prévues. Voir
l’Annexe F pour les détails d’un exemple de réactifs d’extraction d’ARN (utilisés lors de l’élaboration de
la méthode décrite dans le présent document).
5.2.18 Réactifs pour la RT-PCR en temps réel en une étape. Les réactifs doivent permettre le
traitement de 5 µl d’ARN dans un volume total de 25 µl. Ils doivent être adaptés à la RT-PCR en temps
réel en une étape en utilisant des sondes d’hydrolyse (l’ADN polymérase utilisée doit posséder une
activité exonucléasique 5’-3’) et ils doivent présenter une sensibilité suffisante pour la détection de
concentrations des ARN viraux attendus dans les aliments et les surfaces contaminés par des virus. Voir
l’Annexe C pour les détails d’un exemple de réactifs utilisés pour la RT-PCR en temps réel en une étape
(utilisés lors de l’élaboration du présent document).
5.2.19 Amorces et sondes d’hydrolyse pour la détection du VHA et des norovirus GI et GII. Les
séquences d’amorces et de sondes d’hydrolyse doivent être publiées dans une revue révisée par des
pairs et doivent être vérifiées par utilisation sur un large éventail de souches du virus cible. Les amorces
de détection du VHA doivent cibler la région 5’ non codante du génome. Les amorces de détection du
norovirus GI et GII doivent cibler la jonction ORF1/ORF2 du génome. Voir l’Annexe D pour les détails
d’un exemple d’amorces et de sondes d’hydrolyse utilisées pour la détection du VHA et des norovirus GI
et GII (utilisés lors de l’élaboration du présent document).
5.2.20 Amorces et sondes d’hydrolyse pour la détection de virus témoin de processus. Les
séquences d’amorce et de sonde d’hydrolyse doivent être publiées dans une revue révisée par des pairs
et doivent être comparées aux séquences de la souche de virus témoin de processus. Elles ne doivent
démontrer aucune réactivité croisée avec les virus cibles. Voir l’Annexe D pour les détails d’un exemple
d’amorces et de sondes d’hydrolyse utilisées pour la détection du virus témoin de processus (utilisés lors
de l’élaboration du présent document).
5.3 Réactifs nécessitant une préparation
En raison du nombre élevé de réactifs requérant une préparation individuelle, les détails de composition
et de préparation sont donnés dans l’Annexe B. Les instructions données dans l’Annexe B doivent être
suivies lors de la préparation des réactifs indiqués en 5.3.1 à 5.3.8.
5.3.1 Solution de 5 × PEG/NaCl (PEG 8 000 500 g/l, NaCl1,5 mol/l). Voir B.1.
5.3.2 Mélange chloroforme/butanol (1:1 v/v). Voir B.2.
5.3.3 Solution de protéinase K (3 000 U/l). Voir B.3.
5.3.4 Tampon phosphate salin (PBS). Voir B.4.
5.3.5 Tampon Tris/glycine/extrait de bœuf (TGBE). Voir B.5.
5.3.6 Solution Tris (1 mol/l). Voir B.6.
5.3.7 Solution d’EDTA (0,5 mol/l). Voir B.7.
5.3.8 Tampon Tris EDTA (TE) (Tris 10 mmol/l, EDTA 1 mmol/l). Voir B.8.
5.3.9 Virus témoin de processus. La solution mère de virus témoin de processus doit être diluée par
un facteur de 10 au minimum dans un tampon approprié, par exemple le PBS (5.3.4). Cette dilution doit
permettre une détection sans inhibition du génome du virus témoin de processus lors d’une RT-PCR
en temps réel, mais doit être suffisamment concentrée pour déterminer, de façon reproductible, la plus
faible dilution utilisée pour la courbe étalon de l’ARN du virus témoin de processus (voir 8.4.2.2). Diviser
la solution de virus témoin de processus en aliquots à usage unique et les conserver à une température
inférieure ou égale à −15 °C. Voir l’Annexe E pour les détails d’un exemple de préparation de virus témoin
de processus (utilisé lors de l’élaboration de la méthode décrite dans le présent document).
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5.3.10 Mélanges réactionnels pour la RT-PCR en temps réel pour les virus cibles et témoin de
processus. Les réactifs doivent être ajoutés dans des quantités telles que spécifiées par les fabricants
(5.2.18) afin d’obtenir un mélange réactionnel de 20 µl par réaction dans un volume total de 25 µl. Des
concentrations optimales d’amorces et de sondes doivent être utilisées, après leur détermination, en
suivant les recommandations des fabricants de réactif. Voir l’Annexe C pour les détails d’un exemple de
mélanges réactionnels pour la RT-PCR en temps réel (utilisés lors de l’élaboration du présent document).
5.3.11 ARN contrôle externe (CE). Des ARNsb purifiés portant chacun la séquence cible de chaque virus
cible doivent être utilisés. Ils doivent contenir des concentrations d’ADN cible contaminant inférieures à
0,1 % et ne doivent pas induire d’inhibition de la RT-PCR. Les concentrations de chaque solution mère
d’ARN CE en nombre de copies par microlitre doivent être déterminées puis la solution mère doit être
diluée dans un tampon approprié, par exemple le tampon TE (5.3.8), jusqu’à une concentration de 1 × 10
à 1 × 10 copies d’ADN par microlitre. La concentration utilisée doit être adaptée aux types d’échantillons
soumis à essai et doit garantir que les calculs d’inhibition de la RT-PCR ne sont pas affectés par la présence
d’ARN cible endogène dans les échantillons. L’EDTA pouvant jouer un rôle d’inhibiteur de la RT-PCR, les
tampons utilisés pour diluer l’ARN CE ne doivent pas contenir d’EDTA à des concentrations supérieures
à 1 mmol/l. Diviser la préparation d’ARN CE diluée (témoin ARN CE) en aliquots à usage unique et les
conserver à 5 °C (6.4) jusqu’à 24 h, à une température inférieure ou égale à −15 °C jusqu’à 6 mois, ou à
une température inférieure ou égale à −70 °C pour une conservation plus longue. Voir l’Annexe G pour les
détails d’un exemple de préparation d’ARN CE (utilisée lors de l’élaboration du présent document).
Il est permis d’appliquer des approches différentes pour l’évaluation de l’inhibition de la RT-PCR à
condition qu’il soit possible de démontrer que les performances sont équivalentes à celles de la méthode
utilisant l’ARN CE.
6 Équipement et consommables
Un équipement courant de laboratoire de microbiologie (voir ISO 7218) doit être utilisé, notamment ce
qui suit.
6.1 Micropipettes et pointes de différentes capacités, par exemple 1 000 μl, 200 μl, 20 μl, 10 μl. Des
pointes résistant aux aérosols doivent être utilisées, sauf si des pointes sans filtre sont exigées, par
exemple pour l’aspiration (comme en 6.8 et F.3).
6.2 Poire à pipeter et pipettes de différentes capacités, par exemple 25 ml, 10 ml, 5 ml.
6.3 Agitateur vortex.
6.4 Réfrigérateur, capable de fonctionner à (5 ± 3) °C.
−1
6.5 Agitateur, capable de fonctionner à une vitesse d’environ 50 oscillations min .
−1
6.6 Incubateur agitateur, fonctionnant à (37 ± 2) °C à une vitesse d’environ 320 oscillations min ou
équivalent.
6.7 Plateforme(s) rotative(s) ou équivalent pour une utilisation à température ambiante et à
−1
(5 ± 3) °C à une vitesse d’environ 60 oscillations min .
6.8 Système d’aspiration ou appareillage équivalent pour l’élimination du surnageant.
6.9 Bain-marie, capable de fonctionner à (60 ± 2) °C ou l’équivalent.
6.10 Centrifugeuse(s) et rotor(s) ayant les fonctionnalités suivantes en termes de capacités du rotor,
de vitesses et de températures:
a) 10 000 x g à (5 ± 3) °C et acceptant des tubes d’un volume d’au moins 35 ml;
b) 10 000 x g à (5 ± 3) °C et acceptant des tubes résistants au chloroforme d’un volume de 2 ml;
c) 4 000 x g à température ambiante, fonctionnant avec des filtres centrifuges concentrateurs (6.16).
6.11 Tubes et flacons pour centrifugeuses de différentes capacités, 1,5 ml, 5 ml, 15 ml, 50 ml, etc. Des
tubes résistants au chloroforme ayant une capacité de 2 ml sont nécessaires.
6.12 pH-mètre (ou bandelettes indicatrices de pH avec des graduations de 0,5 unité de pH ou moins).
6.13 Écouvillons stériles en coton.
6.14 Sacs avec filtres (400 ml).
6.15 Membranes filtrantes chargées positivement, avec une taille de pores de 0,45 μm (47 mm de
diamètre).
6.16 Filtres centrifuges concentrateurs, d’une capacité de 15 ml et avec un seuil de coupure de masse
moléculaire relative de 100 kDa.
6.17 Source de vide ou appareil à pression positive équivalent pour la filtration et tour de filtration
ayant une ouverture pour une membrane de 47 mm de diamètre.
6.18 Couteau à huître stérile ou outils équivalents pour l’ouverture des mollusques bivalves.
6.19 Bloc de caoutchouc ou appareil équivalent pour le maintien des mollusques bivalves pendant
l’ouverture.
6.20 Ciseaux et pinces ou outils équivalents pour la dissection des mollusques bivalves.
6.21 Boîtes de Petri stériles.
6.22 Lames de rasoir ou outils équivalents pour hacher les tissus digestifs des mollusques bivalves.
6.23 Gants de sécurité résistants.
6.24 Appareil d’extraction de l’ARN, approprié pour les méthodes utilisant la silice et les réactifs
associés (5.2.17). Voir l’Annexe F pour les détails d’un exemple d’appareil d’extraction de l’ARN (utilisés
lors de l’élaboration du présent document).
6.25 Machine(s) PCR en temps réel, c’est-à-dire thermocycleur(s) équipé(s) d’une source appropriée
pour l’excitation des molécules fluorescentes et d’un système de détection optique pour la détection
en temps réel des signaux de fluorescence générés pendant la RT-PCR en temps réel avec la chimie des
sondes d’hydrolyse.
6.26 Consommables associés à la technique RT-PCR en temps réel, par exemple des plaques optiques
et des bouchons, appropriés à l’utilisation avec la machine de RT-PCR en temps réel sélectionnée.
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7 Échantillonnage
S’il n’existe aucune Norme internationale spécifique traitant de l’échantillonnage du produit concerné,
il est recommandé que les parties concernées parviennent à un accord sur le sujet.
Il est important que le laboratoire reçoive un échantillon représentatif et qui n’ait pas été endommagé
ni modifié lors du transport ou de l’entreposage, c’est-à-dire les échantillons ayant été congelés lors de
leur prélèvement ne doivent pas être décongelés avant la réception par le laboratoire, et les échantillons
non congelés lors de leur prélèvement ne doivent pas être congelés avant la réception par le laboratoire.
8 Mode opératoire
8.1 Exigences générales de laboratoire
Le mode opératoire doit être tel que présenté dans le diagramme de l’Annexe A.
L’extraction de l’échantillon et la RT-PCR en temps réel doivent être effectuées dans des zones ou des
pièces séparées telles que spécifiées dans l’ISO 22174.
8.2 Extraction de virus
8.2.1 Généralités
Le choix de la méthode dépend de la matrice alimentaire soumise à essai.
8.2.2 Virus témoin de processus
Juste avant le traitement d’un lot d’échantillons pour essai, regrouper suffisamment d’aliquots du virus
témoin de processus (5.3.9) pour tous les échantillons pour essai (prévoir 10 µl par échantillon pour
essai et un excédent de 25 µl).
Conserver un aliquot de (20 ± 1) μl de virus témoin de processus pour l’extraction de l’ARN et la
préparation de la courbe étalon de l’ARN du virus témoin de processus (voir 8.4.2.2). Conserver à 5 °C
(6.4) jusqu’à 24 h, à une température inférieure ou égale à −15 °C jusqu’à 6 mois, ou à une température
inférieure ou égale à −70 °C pour une conservation plus longue.
8.2.3 Témoin négatif de processus
Un échantillon de témoin négatif de processus doit être soumis à essai en parallèle des échantillons
analysés à une fréquence établie dans le cadre du programme d’assurance qualité du laboratoire.
8.2.4 Surfaces
En utilisant un écouvillon en coton stérile préalablement imbibé de PBS (5.3.4), effectuer un prélèvement
intensif de la surface soumise à essai (zone maximale de 100 cm ), en appliquant une légère pression
afin de détacher les particules virales. Lorsque c’est possible, enregistrer approximativement la surface
échantillonnée en centimètres carrés.
Traiter l’écouvillon immédiatement, ou le placer dans un récipient adapté et le conserver à 5 °C (6.4)
jusqu’à 72 h, à une température inférieure ou égale à −15 °C jusqu’à 6 mois, ou à une température
inférieure ou égale à −70 °C pour une conservation plus longue.
Ajouter (10 ± 0,5) μl de virus témoin de processus (voir 8.2.2) sur l’écouvillon.
Immédiatement après l’ajout du virus témoin de processus, plonger l’écouvillon dans un tube contenant
(490 ± 10) µl de tampon de lyse, tel qu’utilisé pour l’extraction d’ARN (5.2.17), puis presser contre la
paroi
...
Questions, Comments and Discussion
Ask us and Technical Secretary will try to provide an answer. You can facilitate discussion about the standard in here.
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