ISO 16000-3:2001

INTERNATIONAL ISO
STANDARD 16000-3
First edition
2001-09-01
Indoor air —
Part 3:
Determination of formaldeyhde and other
carbonyl compounds — Active sampling
method
Air intérieur —
Partie 3: Dosage du formaldéhyde et d'autres composés carbonylés —
Méthode par échantillonnage actif
Reference number
©
ISO 2001
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ii © ISO 2001 – All rights reserved

Contents Page
Foreword.iv
Introduction.v
1 Scope .1
2 Normative references .2
3 Principle.2
4 Limitations and interferences.3
4.1 General.3
4.2 Ozone interference .4
5 Safety measures .5
6 Apparatus .5
7 Reagents.7
8 Preparation of reagents and cartridges .7
8.1 Purification of 2,4-dinitrophenylhydrazine.7
8.2 Preparation of DNPH-formaldehyde derivative .8
8.3 Preparation of DNPH-formaldehyde standards.8
8.4 Preparation of DNPH-coated silica gel cartridges.9
9 Procedure .10
9.1 Sample collection .10
9.2 Process blanks.11
9.3 Sample analysis.12
10 Calculations.19
11 Performance criteria and quality assurance.20
11.1 General.20
11.2 Standard Operating Procedures (SOPs) .20
11.3 HPLC system performance.21
11.4 Sample loss.21
12 Precision and uncertainty.21
Annex A (informative) Precision and uncertainty.22
Annex B (informative) Melting points of DNPH-carbonyl derivatives.24
Bibliography.25
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards bodies (ISO
member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out through ISO technical
committees. Each member body interested in a subject for which a technical committee has been established has
the right to be represented on that committee. International organizations, governmental and non-governmental, in
liaison with ISO, also take part in the work. ISO collaborates closely with the International Electrotechnical
Commission (IEC) on all matters of electrotechnical standardization.
International Standards are drafted in accordance with the rules given in the ISO/IEC Directives, Part 3.
Draft International Standards adopted by the technical committees are circulated to the member bodies for voting.
Publication as an International Standard requires approval by at least 75 % of the member bodies casting a vote.
Attention is drawn to the possibility that some of the elements of this part of ISO 16000 may be the subject of
patent rights. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights.
International Standard ISO 16000-3 was prepared by Technical Committee ISO/TC 146, Air quality, Subcommittee
SC 6, Indoor air.
ISO 16000 consists of the following parts, under the general title Indoor air
� Part 1: General aspects of sampling strategy
� Part 2: Sampling strategy for formaldehyde
� Part 3: Determination of formaldeyhde and other carbonyl compounds — Active sampling method
� Part 4: Determination of formaldehyde — Diffusive sampling method
� Part 6: Determination of volatile organic compounds in indoor and chamber air by active sampling on TENAX
TA sorbent, thermal desorption and gas chromatography using MS/FID
� Part 7: Sampling strategy for determination of airborne asbestos fibre concentrations
Annexes A and B of this part of ISO 16000 are for information only.
iv © ISO 2001 – All rights reserved

Introduction
This part of ISO 16000 is intended to be used for characterizing indoor air following the sampling strategy
described in ISO 16000-2. It is applicable to formaldehyde and other carbonyl compounds. It has been tested for
14 aldehydes and ketones. Formaldehyde is the simplest carbonyl compound, with one carbon, one oxygen and
two hydrogen atoms. In its monomolecular state, it is a colourless, pungent, reactive gas. It has been used in the
production of urea-formaldehyde resins, adhesives and insulating foams. Emissions from particle (chip) board and
wall insulation are the major sources of formaldehyde in indoor air.
Formaldehyde is collected by passing air through a reactive medium that converts the compound to a derivative of
lower vapour pressure that is more efficiently retained by the sampler and can be easily analysed. This part of
ISO 16000 determines formaldehyde and other carbonyl compounds by reaction with 2,4-dinitrophenylhydrazine
coated onto a sorbent to convert them to their corresponding hydrazones, which can be recovered and measured
with high sensitivity, precision and accuracy. Other carbonyl compounds that may be emitted into air from solvents,
adhesives, cosmetics, and other sources can also be determined using this part of ISO 16000.
The sampling procedure is based on U.S. EPA method TO-11 A [1].
Formaldehyde and certain other carbonyl compounds have a high toxic potential [2].
FINAL DRAFT INTERNATIONAL STANDARD ISO 16000-3:2001(E)
Indoor air —
Part 3:
Determination of formaldeyhde and other carbonyl compounds —
Active sampling method
1 Scope
1�
This part of ISO 16000 describes a procedure for the determination of formaldehyde (HCHO) and other carbonyl
1)
compounds (aldehydes and ketones) in air. The method is specific for formaldehyde but, with modification, at
least thirteen other carbonyl compounds can be detected and quantified. It is suitable for determination of
3 3
formaldehyde and other carbonyl compounds in the concentration range of approximately 1�g/m to 1 mg/m .The
sampling method gives a time-weighted average (TWA) sample. It can be used for long-term (1 h to 24 h) or short-
term (5 min to 60 min) sampling of air for formaldehyde.
This part of ISO 16000 describes a sampling and analysis procedure for formaldehyde and other carbonyl
compounds that involves collection from air onto cartridges coated with 2,4-dinitrophenylhydrazine (DNPH) and
subsequent analysis by high performance liquid chromatography (HPLC) with detection by ultraviolet absorption
[1, 3].
The procedures described are written specifically for the sampling and analysis of formaldehyde in air using an
adsorbent cartridge and HPLC. The method also permits the determination of other aldehydes and ketones
collected from air.
This part of ISO 16000 is applicable to the following carbonyl compounds:
Formaldehyde Acetaldehyde Acetone
Benzaldehyde Butyraldehyde Valeraldehyde
2,5-Dimethylbenzaldehyde Crotonaldehyde
Isovaleraldehyde Propionaldehyde Hexanal
o -Tolualdehyde p -Tolualdehyde m -Tolualdehyde
1�
Instead of the nomenclature according to IUPAC regulations, the more common names are used in this International
Standard:
formaldehyde: methanal
acetaldehyde: ethanal
acetone: 2-propanone
butyraldehyde: butanal
crotonaldehyde: 2-butenal
isovaleraldehyde: 3-methylbutanal
propionaldehyde: propanal
m -tolualdehyde: 3-methylbenzaldehyde
o -tolualdehyde: 2-methylbenzaldehyde
p -tolualdehyde: 4-methylbenzaldehyde
valeraldehyde: pentanal
2 Normative references
The following normative documents contain provisions which, through reference in this text, constitute provisions of
this part of ISO 16000. For dated references, subsequent amendments to, or revisions of, any of these publications
do not apply. However, parties to agreements based on this part of ISO 16000 are encouraged to investigate the
possibility of applying the most recent editions of the normative documents indicated below. For undated
references, the latest edition of the normative document referred to applies. Members of ISO and IEC maintain
registers of currently valid International Standards.
ISO 9000-1:1994; Quality management and quality assurance standards — Part 1: Guidelines for selection and
use.
ISO 9000-2:1997; Quality management and quality assurance standards — Part 2: Generic guidelines for the
application of ISO 9001, ISO 9002 and ISO 9003.
ISO 16000-1, Indoor air — Part 1: General aspects of sampling strategy.
ISO 16000-2, Indoor air — Part 2: Sampling strategy for formaldehyde.
ISO 16000-4, Indoor air — Part 4: Determination of formaldehyde — Diffusive sampling method.
ISO 17025:1999; General requirements for the competence of testing and calibration laboratories.
EN 45001:1989; General criteria for the operation of testing laboratories.
3Principle
This part of ISO 16000 involves drawing air through a cartridge containing silica gel coated with
2,4-dinitrophenylhydrazine (DNPH) reagent. The principle of the method is based on the specific reaction of
carbonyl group with DNPH in the presence of an acid to form stable derivatives according to the reaction shown in
Figure 1. The DNPH derivatives are analysed for the parent aldehydes and ketones utilizing high performance
liquid chromatography (HPLC) with UV detection or diode array detection. The detection has been extended to
other carbonyl compounds that can be determined as outlined in 9.3.5.
This part of ISO 16000 instructs the user on how to prepare sampling cartridges from commercially available
chromatographic grade silica gel cartridges by the application of acidified DNPH to each cartridge. Alternatively,
pre-coated DNPH silica gel cartridges are available and are recommended since they are generally more uniform in
manufacture and possess lower blank levels. However, if commercial cartridges are used they shall be
demonstrated to meet the performance criteria of this part of ISO 16000. Another advantage of commercial
cartridges is that they are available with larger particle-size silica gel that results in a lower pressure-drop across
the cartridge. These low pressure-drop cartridges may be more suitable for sampling air using battery-powered
personal sampling pumps.
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Key
R alkyl or aromatic groups for ketones, or H for aldehydes
R� alkyl or aromatic groups, for ketones
Figure 1 — Reaction of carbonyl compounds
4 Limitations and interferences
4.1 General
The sampling flowrate, as described in this part of ISO 16000, has been validated for sampling rates up to
1,5 l/min. This flowrate limitation is principally due to the high pressure drop (� 8 kPa at 1,0 l/min) across the user-
prepared silica gel cartridges, which have particle sizes of 55�m to 105�m. These cartridges are not generally
compatible with battery-powered pumps used in personal sampling equipment (e.g. those used by industrial
hygienists).
The solid-sorbent sampling procedure is specific for sampling and analysis of formaldehyde. Interferences in this
method are caused by certain isomeric aldehydes or ketones that may be unresolved by the HPLC system when
analysing for other aldehydes and ketones. Organic compounds that have the same retention times and significant
absorbance at 360 nm as the DNPH derivative of formaldehyde will interfere. Such interferences can often be
overcome by altering the separation conditions (for example, using alternative HPLC columns or mobile phase
compositions).
Formaldehyde contamination of the DNPH reagent is a frequently encountered problem. The DNPH shall be
purified by multiple recrystallizations in UV-grade acetonitrile. Recrystallization is accomplished, at 40 �Cto 60 �C,
by slow evaporation of the solvent to maximize crystal size. Impurity levels of carbonyl compounds in the DNPH are
determined prior to use by HPLC and should be less than 0,15�g per cartridge.
Exposure of the DNPH-coated sampling cartridges to direct sunlight may produce artefacts and should be
avoided [4].
This method cannot be used for accurate quantification of acrolein in air. Inaccurate results for acrolein may result
from the formation of multiple derivative peaks and the instability of the peak ratios [9].
NO reacts with DNPH. High concentrations of NO (for example, for gas cooking stoves) may cause problems as
2 2
the retention time of the DNPH derivative may be similar to that of the DNPH formaldehyde derivative, depending
on the HPLC column and the parameters [14, 15, 16].
4.2 Ozone interference
If there is suspicion that abnormally high levels of ozone may be present in the area being sampled (e.g. from office
copiers), special care should be exercised. Ozone has been shown to interfere negatively by reacting with both
DNPH and its derivatives (hydrazones) in the cartridge [5]. The extent of interference depends on the temporal
variations of both the ozone and the carbonyl compounds and the duration of sampling. Significant negative
interference from ozone has been observed even at concentrations of formaldehyde and ozone typical of clean
3 3
ambient air (2�g/m and 80�g/m , respectively) [6]. The presence of ozone in the sample is readily inferred upon
analysis by the appearance of new compounds with retention times shorter than that of the hydrazone of
formaldehyde. Figure 2 shows chromatograms of samples of a formaldehyde-spiked air stream with and without
ozone.
The most direct solution to ozone interference is to remove the ozone before the sampled air reaches the cartridge.
This may be accomplished by the use of an ozone denuder or scrubber placed in front of the cartridge. Both ozone
denuders and scrubber cartridges are commercially available. A denuder may be constructed of 1 m of 0,64 cm
outside diameter by 0,46-cm inside diameter copper tubing, that is filled with a saturated solution of potassium
iodide in water, allowed to stand for a few minutes (e.g. 5 min), drained and dried with a stream of clean air or
nitrogen for about 1 h. The capacity of the ozone denuder as described is about 200�gozone/m h. Test
aldehydes (formaldehyde, acetaldehyde, propionaldehyde, benzaldehyde and p -tolualdehyde) that were
dynamically spiked into an ambient sample air stream passed through the ozone denuder with practically no
losses [7]. Commercial ozone scrubbers made from a cartridge filled with 300 mg to 500 mg of granular potassium
iodide have also been found to be effective in removing ozone [8].
Key
X unknown 2 Acetaldehyde
a
0 DNPH With ozone
b
1 Formaldehyde
Without ozone
Figure 2 — Cartridge samples of formaldehyde in an air stream with and without ozone
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5 Safety measures
5.1 This part of ISO 16000 does not purport to address all of the safety concerns, if any, associated with its use.
It is the responsibility of the user of this part of ISO 16000 to establish appropriate safety and health practices and
determine the applicability of regulatory limitations prior to use.
5.2 2,4-Dinitrophenylhydrazine is explosive in the dry state and shall be handled with extreme care. It is also
toxic (LD ,rat� 654 mg/kg), has been shown to be mutagenic in some tests, and is irritating to the eyes and skin.
5.3 Perchloric acid at concentrations less than 68 % mass fraction is stable and non-oxidizing at room
temperature. However, it is readily dehydrated at temperatures above 160 �C and can cause explosions on contact
with alcohols, wood, cellulose and other oxidizable materials. It should be stored in a cool, dry place and used only
in a chemical fume hood with caution.
6 Apparatus
Ordinary laboratory apparatus and the following.
6.1 Sampling
6.1.1 Sampling cartridge, packed with silica gel and coated with DNPH in accordance with clause 8, or as
available commercially.
The cartridge shall contain a minimum quantity of 350 mg of silica gel with a minimum DNPH loading of 0,29 %
mass fraction. The ratio of the silica gel bed diameter to bed length shall not exceed 1:1. The capacity of the
cartridge for formaldehyde shall be at least 75�g and the collection efficiency at least 95 % at a sampling rate of
1,5 l/min. Sampling cartridges with very low blank levels and high performance are commercially available.
NOTE A pressure drop through the user-prepared sample cartridge of about 19 kPa at a sampling rate of 1,5 l/min has
been observed. Some commercially available pre-coated cartridges may exhibit lower pressure-drops, which will permit the use
of battery-operated personal sampling pumps.
6.1.2 Air sampling pump, capable of accurately and precisely sampling at a flowrate of 0,1 l/min to 1,5 l/min.
6.1.3 Flow controller, mass flowmeters and mass flow controllers, or other suitable device for metering/setting
air flowrate of 0,50 l/min to 1,20 l/min through sample cartridge.
6.1.4 Flow calibrator, such as a rotameter, soap-bubble meter or wet test meter.
6.2 Sample preparation
6.2.1 Cartridge containers, e.g. borosilicate glass culture tubes (20 mm by 125 mm) with polypropylene screw
caps, or other suitable containers, to transport coated cartridges.
6.2.2 Polyethylene gloves to handle silica gel cartridges.
6.2.3 Transportation containers, friction-top metal cans (e.g. of volume 4 l) or other suitable containers, with
polyethylene air-bubble packing or other suitable padding, to hold and cushion the sealed cartridge containers.
NOTE A heat-sealable foil-lined plastic pouch of the type included with some commercial pre-coated DNPH cartridges may
be used for storing a DNPH-coated cartridge after sampling, if appropriate.
6.2.4 Support for coating cartridges.
A syringe rack, made from an aluminium plate (0,16 cm � 36 cm � 53 cm) with adjustable legs on four corners. A
matrix (5� 9) of circular holes of diameter slightly larger than the diameter of the 10 ml syringes, symmetrically
drilled from the centre of the plate, to enable batch processing of 45 cartridges for cleaning, coating and/or sample
elution (see Figure 3).
6.2.5 Cartridge-drying manifold, such as a support with gas connectors and with multiple standard male
syringe connectors (see Figure 3).
a) Rack for coating cartridges
b) Rack for drying DNPH-Coated cartridges
Key
1 10 ml glass syringes 5N gas stream
2 Test tube rack 6 Syringe fitting
3Cartridges 7Wastevials
4 Waste beakers
Figure 3 — Syringe rack for coating and drying sample cartridges
NOTE The apparatus described in 6.2.4 and 6.2.5 are needed only if the user chooses to make his own DNPH-coated
cartridges.
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6.3 Sample analysis
6.3.1 HPLC system, consisting of a mobile phase reservoir; a high-pressure pump; an injection valve (automatic
sampler with a 25�l or other convenient loop volume); a C18 reverse phase (RP) column (for example
25 cm � 4,6 mm inside diameter, 5�m particle size); a UV detector or diode array detector operating at 360 nm;
and a data system or strip chart recorder.
The DNPH-formaldehyde derivative is determined using isocratic reverse phase HPLC, equipped with an ultraviolet
(UV) absorption detector operated at 360 nm. A blank cartridge is likewise desorbed and analysed. Formaldehyde
and other carbonyl compounds in the sample are identified and quantified by comparison of their retention times
and peak heights or peak areas with those of standard solutions.
NOTE Most commercial HPLC analytical systems are adequate for this application.
6.3.2 Syringes and pipettes
6.3.2.1 HPLC injection syringes, with capacity at least four times the loop volume (see 6.3.1).
6.3.2.2 Syringes of volume 10 ml, used to prepare DNPH-coated cartridges (polypropylene syringes are
adequate).
6.3.2.3 Syringe fittings and plugs, to connect cartridges to the sampling system and to cap prepared
cartridges.
6.3.2.4 Pipettes, positive-displacement, repetitive-dispensing, with capacities in the 0 ml to 10 ml range.
7 Reagents
7.1 2,4-Dinitrophenylhydrazine, recrystallized at least twice with UV-grade acetonitrile before use.
7.2 Acetonitrile, UV-grade (each batch of solvent should be tested before use).
7.3 Perchloric acid, 60 % mass fraction,�� 1,51 kg/l.
7.4 Hydrochloric acid, 36,5 % to 38 % mass fraction,�� 1,19 kg/l.
7.5 Formaldehyde, 37 % solution (mass fraction).
7.6 Aldehydes and ketones, high purity, used for preparation of DNPH derivative standards (optional).
7.7 Ethanol or methanol,HPLC grade
7.8 Nitrogen, high purity grade (best source).
7.9 Charcoal, granular (best source).
7.10 Helium, high purity grade (best source).
8 Preparation of reagents and cartridges
8.1 Purification of 2,4-dinitrophenylhydrazine
Formaldehyde contamination of the DNPH reagent is a frequently encountered problem. The DNPH shall be
purified by multiple recrystallizations in UV-grade acetonitrile. Recrystallization is accomplished, at 40 �Cto 60 °C,
by slow evaporation of the solvent to maximize crystal size. Impurity levels of carbonyl compounds in the DNPH are
determined prior to use by HPLC and should be less than 0,15�g per cartridge and per individual compound.
Prepare a supersaturated solution of DNPH by boiling excess DNPH in 200 ml of acetonitrile for approximately 1 h.
After 1 h, remove and transfer the supernatant to a covered beaker on a hot plate and allow gradual cooling to
40 �Cto 60 �C. Maintain the solution at this temperature (40 �C) until 95 % volume fraction of solvent has
evaporated. Decant the solution to waste, and rinse the remaining crystals twice with three times their apparent
volume of acetonitrile. Transfer the crystals to another clean beaker, add 200 ml of acetonitrile, heat to boiling, and
again let crystals grow slowly at 40 �Cto 60 �C until 95 % volume fraction of the solvent has evaporated. Repeat
the rinsing process as described above. Take an aliquot of the second rinse, dilute ten times with acetonitrile,
acidify with 1 ml of perchloric acid (3,8 mol/l) per 100 ml of DNPH solution, and analyse by HPLC, in accordance
with 9.3.4.
WARNING — Carry out this procedure under a properly ventilated hood and behind an explosion shield.
NOTE An acid is necessary to catalyse the reaction of the carbonyl compounds with DNPH. Most strong inorganic acids
such as hydrochloric, sulfuric, phosphoric or perchloric acids will perform satisfactorily. In some rare cases hydrochloric and
sulfuric acids may cause problems.
An acceptable impurity level is � 0,025�g/ml of formaldehyde hydrazone in recrystallized DNPH reagent or 0,02 %
mass fraction of the DNPH.
If the impurity level is not acceptable for the intended sampling application, repeat recrystallization. Transfer the
purified crystals to an all-glass reagent bottle, add 200 ml of acetonitrile, stopper, shake gently, and let stand
overnight. Analyse the supernatant by HPLC according to 9.3.4. If the impurity level is not satisfactory, pipette off
the solution to waste, then add 25 ml of acetonitrile to the purified crystals. Repeat rinsing with 20 ml portions of
acetonitrile until a satisfactorily low impurity level in the supernatant is confirmed by HPLC analysis.
If the impurity level is satisfactory, add another 25 ml of acetonitrile, stopper, and shake the reagent bottle, then set
aside. The saturated solution above the purified crystals is the stock DNPH reagent. Maintain only a minimum
volume of saturated solution adequate for day-to-day operation. This will minimize waste of purified reagent, should
it be necessary to re-rinse the crystals to decrease the level of impurity for applications requiring more stringent
purity specifications. Use clean pipettes when removing saturated DNPH stock solution for any analytical
applications. Do not pour the stock solution from the reagent bottle.
8.2 Preparation of DNPH-formaldehyde derivative
To a portion of the recrystallized DNPH add sufficient HCl (2 mol/l) to obtain an approximately saturated solution.
Add to this solution formaldehyde in molar excess of the DNPH. Filter the DNPH-formaldehyde precipitate, wash it
with HCl (2 mol/l) and water, and allow it to dry in air.
Check the purity of the DNPH-formaldehyde derivative by melting point determination (165 �C to 166 �C) or HPLC
analysis. If the impurity level is not acceptable, recrystallize the derivative in ethanol. Repeat the purity check and
recrystallization as necessary until an acceptable level of purity (for example, 99 % mass fraction) is achieved.
The DNPH-formaldehyde derivative should be stored under refrigeration (4 �C) and protection from light. It should
be stable for at least six months. Storage under nitrogen or argon further prolongs the lifetime of the derivative.
Melting points of DNPH derivatives of several carbonyl compounds are given in annex B.
DNPH derivatives of formaldehyde and other carbonyls suitable for use as standards are commercially available
both in the form of pure crystals and as individual or mixed stock solutions in acetonitrile.
8.3 Preparation of DNPH-formaldehyde standards
Prepare a standard stock solution of the DNPH-formaldehyde derivative by dissolving accurately weighed amounts
in acetonitrile. Prepare a working calibration standard mix from the standard stock solution. The concentration of
the DNPH-formaldehyde derivative in the standard mix solutions should be adjusted to reflect the range of
concentrations expected in real samples.
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Individual stock solutions of approximately 100 mg/l can be prepared by dissolving 10 mg of the solid derivative in
100 ml of acetonitrile. The individual solution is used to prepare calibration standards containing the derivative of
interest at concentrations of 0,5�g/ml to 20�g/ml, that spans the concentration of interest.
Store all standard solutions in tightly capped containers in a refrigerator and protected from light. Allow them to
equilibrate to room temperature before use. They should be replaced after four weeks.
8.4 Preparation of DNPH-coated silica gel cartridges
8.4.1 General
This procedure shall be performed in an atmosphere with a very low aldehyde background. All glassware and
plasticware shall be thoroughly cleaned and rinsed with deionized water and aldehyde-free acetonitrile. Contact of
reagents with laboratory air shall be minimized. Polyethylene gloves shall be worn when handling the cartridges.
8.4.2 DNPH coating solution
Pipette 30 ml of saturated DNPH stock solution into a 1 000 ml volumetric flask, then add 500 ml acetonitrile.
Acidify with 1,0 ml of concentrated HCl.
The atmosphere above the acidified solution should preferably be filtered through a DNPH-coated silica gel
cartridge, to minimize contamination from laboratory air. Shake solution, then make up to volume with acetonitrile.
Stopper the flask, invert, and shake several times until the solution is homogeneous. Transfer the acidified solution
to a reagent bottle equipped with a positive-displacement dispenser of capacity in the 0 ml to 10 ml range.
Prime the dispenser and slowly dispense 10 ml to 20 ml to waste. Dispense an aliquot solution to a sample vial,
and check the impurity level of the acidified solution by HPLC according to 9.3.4. The impurity level should be
� 0,025�g formaldehyde/ml.
8.4.3 Coating of silica gel cartridges
Open the cartridge package, connect the short end to a 10-ml syringe, and place it in the syringe rack as illustrated
in Figure 3 a) and b). Using a positive-displacement repetitive pipette, add 10 ml of acetonitrile to each of the
syringes. Let liquid drain to waste by gravity.
Remove any air bubbles that may be trapped between the syringe and the silica cartridge by displacing them with
the acetonitrile in the syringe.
Set the repetitive dispenser, containing the acidified DNPH coating solution, to dispense 7 ml into the cartridges.
Once the effluent flow at the outlet of the cartridge has stopped, dispense 7 ml of the coating reagent into each of
the syringes. Let the coating reagent drain by gravity through the cartridge until flow at the other end of the
cartridge stops. Wipe away the excess liquid at the outlet of each of the cartridges with clean tissue paper.
Assemble a drying manifold as shown in Figure 3 b). This contains a previously prepared DNPH-coated cartridge at
each of the exit ports (for example, scrubber or “guard cartridges.” These “guard cartridges” serve to remove traces
of formaldehyde that may be present in the nitrogen gas supply. They can be prepared by drying a few of the newly
coated cartridges in accordance with the instructions below and “sacrificing” these few to ensure the purity of the
rest):
Insert cartridge connectors (flared at both ends, 0,64 cm by 2,5 cm outside diameter TFE-fluorocarbon tubing with
inside diameter slightly smaller than the outside diameter of the cartridge port) onto the long end of the scrubber
cartridges.
Remove the cartridges from the syringes and connect the short ends of the cartridges to the open end of the
cartridge connectors already attached to the scrubber cartridges.
Pass nitrogen through each of the cartridges at about 300 ml/min to 400 ml/min. Rinse the exterior surfaces and
outlet end of the cartridges with acetonitrile using a Pasteur pipette. After 15 min, stop the flow of nitrogen, wipe the
cartridge exterior free of rinse acetonitrile and remove the dried cartridges. Plug both ends of the coated cartridge
with standard polypropylene male syringe plugs and place the plugged cartridge in a borosilicate glass culture tube
with polypropylene screw caps.
Put a serial number and a lot number label on each of the individual cartridge glass storage containers and
refrigerate the prepared lot until use.
Sampling cartridges have been found to be stable for at least six months when stored at 4 �C in the absence of
light.
9 Procedure
9.1 Sample collection
Assemble the sampling system, and ensure that the pump is capable of constant flowrate throughout the sampling
period. The sampling cartridges can be safely used for sampling air when the temperature is above 10 �C. If
required, add an ozone denuder or scrubber (see 4.2).
Before sample collection, check the system for leaks. Plug the inlet (short end) of the cartridge so no flow is
indicated at the outlet end of the pump. The flowmeter should not indicate any air flow through the sampling
apparatus.
For unattended or extended sampling periods, a mass flow controller or, as appropriate, a compensated personal
sampling pump, is highly recommended to maintain constant flow. The flow controller should be set at least 20 %
below the fixed maximum air flowrate through the cartridge.
NOTE 1 The silica gel is held in the cartridge between two fine-porosity filter frits. Air flow during sampling could change as
airborne particulates deposit on the front frit. The flow change could be significant when sampling particulate-laden
atmospheres.
Install the entire assembly (including a “dummy” sampling cartridge) and check the flowrate at a value near the
desired rate. In general, flowrates of 0,5 l/min to 1,2 l/min should be employed. The total moles of carbonyl in the
volume of air sampled should not exceed that of the DNPH (2 mg or 0,01 mol/cartridge; 1 mg to 2 mg/cartridge for
commercially available pre-coated cartridges). In general, a safe estimate of the sample size should be lower than
75 % of the DNPH mass loading of the cartridge [100�gto200�g as HCHO; with respect to interferences to be
taken into account (see clause 4)]. Generally, calibration can be accomplished using a soap-bubble flowmeter or
calibrated wet test meter connected to the flow exit, assuming the system is leaktight.
NOTE 2 EN 1232:1997 [13] describes an appropriate calibration scheme that does not require a sealed flow system
downstream of the pump.
Measure and record the sampling flowrate at the beginning and end of the sampling period to determine sample
volume. If the sampling period exceeds 2 h, the flowrate should be measured at intermediate points during the
sampling period. Include a rotameter to allow observation of the flowrate without interruption of the sampling
process. Alternatively, a sampling pump which directly measures and continuously records the flowrate can be
used.
Before sampling, remove the cartridge container from the friction-top metal can or other suitable container. Let the
cartridge warm to room temperature in the glass tube before connecting it to the sampling train.
With a commercial pre-coated DNPH cartridge, also let the cartridge warm to room temperature before connecting
to the sampling train.
Using polyethylene gloves, remove the syringe plugs and connect the cartridge to the sampling system with a
syringe adapter fitting. Connect the cartridge to the sampling train so that the short end becomes the sample inlet.
With commercial pre-coated DNPH cartridges, follow the manufacturer’s instructions. Some commercial cartridges
may be sealed-glass tubes. For these, break the ends of the cartridge with a tube breaker. Connect the cartridge by
10 © ISO 2001 – All rights reserved

inserting the end with the smaller quantity of sorbent to the sampling train so that the larger quantity of sorbent is at
the air inlet. Use care when handling the broken ends.
Turn the sampler on and adjust the flow to the desired rate. A typical flowrate through one cartridge is 1,0 l/min and
0,8 l/min for two cartridges in tandem. Operate the sampler for the desired period, with periodic recording of the
sampling variables.
If the ambient air temperature during sampling is below 10 �C, the sampling cartridge should be kept in a warmer
environment. No significant effects of relative humidity have been observed for sampling under various weather
conditions — cold, wet and dry winter months and hot and humid summer months.
At the end of the sampling period, stop the flow. Check the flowrate just before stopping the flow. If the flowrates at
the beginning and end of the sampling period differ by more than 15 %, the sample should be marked as suspect.
Immediately after sampling, remove the cartridge (using polyethylene gloves) from the sampling system, cap with
the original end plugs, and place it back in the original labelled container. Seal with fluorocarbon tape, and place in
a friction-top can containing 2 cm to 5 cm depth of granular charcoal or in another suitable container with
appropriate padding. If appropriate, a heat-sealable foil-lined plastic pouch may be used for storing the exposed
cartridge. Refrigerate the exposed sample cartridge until analysis. The refrigeration period prior to analysis should
not exceed 30 days.
If samples are to be transported to a central laboratory for analysis, the duration of the non-refrigerated period
should be kept to a minimum, preferably less than two days.
Calculate the average sample flowrate from the following equation:
q ���q +q +.+q n (1)
A1��2 n
where
q is the average flowrate, in millilitres per minute;
A
q , q , . q are the flowrates determined at beginning, end and intermediate points during sampling;
1 2 n
n is the number of points averaged.
The total flow is then calculated using the following equation:
��
VT��T�q 1000 (2)
� �
m2 1 A
��
where
V is the total volume, in litres, sampled at the measured temperature and pressure;
m
T is thestoptime;
T is the start time;
T � T is the total sampling time, in minutes;
2 1
q is the average flowrate, in millilitres per minute.
A
9.2 Process blanks
At least one field blank shall be analysed with each set of samples. For sample sets larger than 10 to 20 samples,
at least 10 % of the samples analysed shall be field blanks. The number of samples within a group or time frame, or
both, should be recorded so that a specified percentage of blanks is obtained for a given number of air samples.
The field blank is treated identically as the samples except that no air is drawn through the cartridge. The
performance criteria described in 9.1 should be met for process blanks. It is desirable to analyse blank cartridges
retained in the laboratory (lab blanks) as well, to distinguish between possible field and laboratory contamination.
9.3 Sample analysis
9.3.1 Sample preparation
Return the samples to the laboratory in a suitable external container with 2 cm to 5 cm of granular charcoal and
store them in a refrigerator until analysis. Alternatively, the samples may also be stored alone in their individual
containers. The time between sampling and analysis should not exceed 30 days.
9.3.2 Sample desorption
Connect the sample cartridge (inlet or short end during sampling) to a clean syringe.
The liquid flow during desorption should be in the same direction as the air flow during sampling, to prevent
insoluble particulates from getting into the eluate. Reverse desorption may be performed if the eluate is filtered
prior to HPLC analysis. A filtered blank extract shall be analysed with each batch of samples to confirm that no
contamination is being introduced by the filter.
Place the cartridge/syringe in the syringe rack. Desorb the DNPH derivatives of the carbonyls and the unreacted
DNPH from the cartridge (gravity feed) by passing 5 ml of acetonitrile from the syringe through the cartridge to a
graduated test tube or to a 5-ml volumetric flask. Other volumes of acetonitrile may be appropriate, depending on
the sampling cartridge used.
NOTE A dry cartridge has an acetonitrile holdup volume slightly greater than 1 ml. The eluate flow may stop before the
acetonitrile in the syringe is completely drained into the cartridge because of air trapped between the cartridge filter and the
syringe adapter tip. If this happens, displace the trapped air with the acetonitrile in the syringe using a long-tip disposable
Pasteur pipette.
Dilute to the 5-ml mark with acetonitrile. Label the flask with sample identification. Pipette an aliquot into a sample
vial with a fluorocarbon-lined septum. Analyse the aliquot for the carbonyl derivatives by HPLC. As a backup, a
second aliquot may be taken and stored under refrigeration until the results of the analysis of the first aliquot are
complete and validated. The second aliquot can be used for confirmatory analysis, if necessary.
For glass-sealed DNPH sampling tubes that contain two sorbent beds, uncap the end of the tube closest to the
second sorbent layer (exit end). Carefully remove the spring and plug of glass wool holding the sorbent layer in
place. Empty the sorbent into a clean 4-ml glass vial with a fluorocarbon-lined septum or cap. Mark this as the
back-up sampling section. Carefully remove the next plug of glass wool and empty the remaining sorbent into
another 4 ml vial. Mark this as the primary sampling section. To each vial, carefully pipette 3 ml acetonitrile into
each vial, cap the vials and let stand for 30 min with occasional agitation.
9.3.3 HPLC calibration
Prepare calibration standards in acetonitrile from the DNPH-formaldehyde derivative (see 8.3). Individual stock
solutions of 100 mg/l are prepared by dissolving 10 mg of solid derivative in 100 ml of mobile phase.
Analyse each calibration standard (at least five l
...

NORME ISO
INTERNATIONALE 16000-3
Première édition
2001-09-01
Air intérieur —
Partie 3:
Dosage du formaldéhyde et d'autres
composés carbonylés — Méthode par
échantillonnage actif
Indoor air —
Part 3: Determination of formaldeyhde and other carbonyl compounds —
Active sampling method
Numéro de référence
©
ISO 2001
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Sommaire Page
Avant-propos.iv
Introduction.v
1 Domaine d'application.1
2Références normatives .2
3 Principe.2
4 Limitations et interférences.3
4.1 Généralités .3
4.2 Interférences dues à l'ozone.4
5 Mesuresdesécurité .5
6 Appareillage .5
7Réactifs .8
8Préparation des réactifs et cartouches .8
8.1 Purification du 2,4-dinitrophénylhydrazine.8
8.2 Préparation du dérivé formaldéhyde-DNPH.9
8.3 Préparation des étalons de formaldéhyde-DNPH.9
8.4 Préparation des cartouches de gel de silice imprégnées de DNPH.9
9 Mode opératoire.11
9.1 Prélèvement d'échantillons .11
9.2 Essais à blanc .12
9.3 Analyse de l'échantillon.13
10 Calculs .20
11 Critère de performance et assurance qualité .21
11.1 Généralités .21
11.2 Mode opératoire normalisé.22
11.3 Performances du système HPLC .22
11.4 Perte d'échantillon.22
12 Fidélité et incertitude.22
Annexe A (informative) Fidélité et incertitude.23
Annexe B (informative) Points de fusion des dérivés carbonylés-DNPH.25
Bibliographie .26
Avant-propos
L'ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d'organismes nationaux de
normalisation (comités membres de l'ISO). L'élaboration des Normes internationales est en général confiéeaux
comités techniques de l'ISO. Chaque comité membre intéressé par une étudealedroit de fairepartie ducomité
technique créé à cet effet. Les organisations internationales, gouvernementales et non gouvernementales, en
liaison avec l'ISO participent également aux travaux. L'ISO collabore étroitement avec la Commission
électrotechnique internationale (CEI) en ce qui concerne la normalisation électrotechnique.
Les Normes internationales sont rédigées conformément aux règles données dans les Directives ISO/CEI, Partie 3.
Les projets de Normes internationales adoptés par les comités techniques sont soumis aux comités membres pour
vote. Leur publication comme Normes internationales requiert l'approbation de 75 % au moins des comités
membres votants.
L’attention est appelée sur le fait que certains des éléments delaprésente partie de l’ISO 16000 peuvent faire
l’objet de droits de propriété intellectuelle ou de droits analogues. L’ISO ne saurait être tenue pour responsable de
ne pas avoir identifié de tels droits de propriété et averti de leur existence.
La Norme internationale ISO 16000-3 a étéélaborée par le comité technique ISO/TC 146, Qualité de l'air,
sous-comité SC 6, Air intérieur.
L'ISO 16000 comprend les parties suivantes, présentées sous le titre général Air intérieur :
� Partie 1: Dosage du formoldéhyde et d’autres composés carbonylés — Aspects généraux de la stratégie
d’échantillonnage
� Partie 2: Stratégie d’échantillonnage du formaldéhyde
� Partie 3: Dosage du formaldéhyde et d’autres composés carbonylés — Méthode par échantillonnage actif
� Partie 4: Dosage du formaldéhyde — Méthode par échantillonnage diffusif
� Partie 6: Dosage des composés organiques volatils dans l'air intérieur des locaux et enceintes par
échantillonnage actif sur le sorbant TENAX TA, désorption thermique et chromatographie en phase gazeuse
utilisant MS/FID
� Partie 7: Stratégie d'échantillonnage pour la détermination des concentrations en fibres d'amiante en
suspension dans l'air
Les annexes A et B de la présente partie de l’ISO 16000 sont données uniquement à titre d’information.
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Introduction
La présente partie de l’ISO 16000 est destinée àêtre utilisée pour le contrôle des caractéristiques de l'air intérieur,
d’aprèslastratégie d'échantillonnage décrite dans l'ISO 16000-2. Elle s'applique au formaldéhyde et à d'autres
composés carbonylés. Elle a été soumise à un essai pour 14 aldéhydes et cétones. Le formaldéhyde est un
composé carbonylé sous sa formelaplus élémentaire. Il est constitué d'un atome de carbone, d'un atome
d'oxygène et de deux atomes d'hydrogène. À l'état monomoléculaire, il s'agit d'un gaz incolore et réactif, à l'odeur
âcre. Il a été utilisé dans la fabrication d'adhésifs à base de résines d'urée-formol (URF) et de mousses isolantes.
Les émissions provenant des panneaux d'agglomérés (ou panneaux de particules) et des isolations murales
constituent les sources principales de formaldéhyde dans l'air intérieur.
Le formaldéhyde est prélevé en insufflant de l'air à travers un milieu réactif qui transforme le composé en un dérivé
de pression de vapeur inférieure, retenu plus efficacement par l'échantillonneur et pouvant être analysé plus
facilement. La présente partie de l’ISO 16000 dose le formaldéhyde et d'autres composés carbonylés par réaction
avec le 2,4-dinitrophénylhydrazine appliqué en couche sur un adsorbant afin d'obtenir les hydrazones
correspondants, qui peuvent ensuite être récupérés et mesurés avec une sensibilité, une fidélité et une exactitude
élevées. Les autres composés carbonylés susceptibles d'être dosés à l'aide de la présente partie de l’ISO 16000
peuvent être émis dans l'air à partir de solvants, d'adhésifs, de cosmétiques et d'autres sources.
La procédure d’échantillonnage repose sur une méthode U.S. EPA TO-11 A [1].
Le formaldéhyde et les autres composés carbonylésprésentent un potentiel toxique élevé [2].
NORME INTERNATIONALE ISO 16000-3:2001(F)
Air intérieur —
Partie 3:
Dosage du formaldéhyde et d'autres composés carbonylés —
Méthode par échantillonnage actif
1 Domaine d'application
1)
La présente partie de l’ISO 16000 décrit un mode opératoire pour le dosage du formaldéhyde (HCHO) et d'autres
composés carbonylés(aldéhydes et cétones) dans l'air. Cette méthode est spécifique au formaldéhyde, mais avec
quelques modifications, il est possible de détecter et quantifier au moins treize autres composés carbonylés. Elle
s'applique au dosage du formaldéhyde et d'autres composés carbonylés dans la plage de concentrations comprise
3 3
entre environ 1�g/m et 1 mg/m .Laméthode d'échantillonnage donne un résultat moyen pondéré dans le temps.
Elle se prête à l'échantillonnage du formaldéhyde dans l'air à long terme (1 h à 24 h) ou à court terme (5 min à
60 min).
La présente partie de l’ISO 16000 décrit un mode opératoire d'échantillonnage et d'analyse pour le formaldéhyde et
d'autres composés carbonylés qui implique un prélèvement de l'air sur des cartouches imprégnées de
2,4-dinitrophénylhydrazine (DNPH) et une analyse ultérieure par chromatographie en phase liquide à haute
performance (HPLC) avec détection par absorption ultraviolette [1] et [3].
Les modes opératoires décrits sont rédigésspécifiquement pour l'échantillonnage et l'analyse du formaldéhyde
contenu dans l'air à l'aide de cartouches adsorbantes et de la chromatographie en phase liquide à haute
performance. Cette méthode permet également de doser d'autres aldéhydes et cétones prélevés dans l'air.
1) Les noms les plus courants sont utilisés dans la présente partie de l’ISO 16000 et non ceux conformes à la réglementation
de l’IUPAC:
formaldéhyde: méthanal
acétaldéhyde: éthanal
acétone: 2-propanone
butyraldéhyde: butanal
crotonaldéhyde: 2-butenal
isovaléraldéhyde: 3-méthylbutanal
propionaldéhyde: propanal
m -tolualdéhyde: 3-méthylbenzaldéhyde
o -tolualdéhyde: 2-méthylbenzaldéhyde
p -tolualdéhyde: 4-méthylbenzaldéhyde
valéraldéhyde: pentanal
La présente partie de l’ISO 16000 est applicable aux composés carbonylés suivants:
Formaldéhyde Acétaldéhyde Acétone
Benzaldéhyde Butyraldéhyde Valéraldéhyde
2,5-Diméthylbenzaldéhyde Crotonaldéhyde
Isovaléraldéhyde Propionaldéhyde Hexanal
o -Tolualdéhyde p -Tolualdéhyde m -Tolualdéhyde
2Références normatives
Les documents normatifs suivants contiennent des dispositions qui, par suite de la référence qui y est faite,
constituent des dispositions valables pour la présente partie de l'ISO 16000. Pour les références datées, les
amendements ultérieurs ou les révisions de ces publications ne s’appliquent pas. Toutefois, les parties prenantes
aux accords fondés sur la présente partie de l'ISO 16000 sont invitées à rechercher la possibilité d'appliquer les
éditions les plus récentes des documents normatifs indiqués ci-après. Pour les références non datées, la dernière
édition du document normatif en référence s’applique. Les membres de l'ISO et de la CEI possèdent le registre des
Normes internationales en vigueur.
ISO 9000-1:1994, Normes pour le management de la qualité et l'assurance de la qualité— Partie 1: Lignes
directrices pour leur sélection et utilisation.
ISO 9000-2:1997, Normes pour le management de la qualité et l'assurance de la qualité— Partie 2: Lignes
directrices génériques pour l'application de l'ISO 9001, l'ISO 9002 et l'ISO 9003.
ISO 16000-1, Air intérieur — Partie 1: Aspects généraux de la stratégie d’échantillonnage.
ISO 16000-2, Air intérieur — Partie 2: Stratégie d’échantillonnage du formaldéhyde.
ISO 16000-4, Air intérieur — Partie 4: Dosage du formaldéhyde — Méthode par échantillonnage diffusif.
ISO 17025:1999, Prescriptions générales concernant la compétence des laboratoires d'étalonnages et d'essais.
EN 45001:1989, Critères généraux concernant le fonctionnement de laboratoires d'essais.
3Principe
La présente partie de l’ISO 16000 requiert l'aspiration d'air à travers une cartouche d'adsorption contenant du gel
de silice et imprégnéeavec duréactif 2,4-dinitrophénylhydrazine. Le principe de cette méthode est fondé sur la
réaction spécifique d’un composé carbonylé avec le DNPH en présence d'un acide pour former des dérivés
stables, conformément à la réaction illustrée à la Figure 1. Les dérivés DNPH sont analysés par chromatographie
en phase liquide à haute performance (HPLC) afin de détecter des aldéhydes et des cétones parents par HPLC
avec détectionUVoudétecteur à barrette de diodes. La détection a étéétendue à d'autres composés carbonylés
susceptibles d'être dosés, comme indiqué en 9.3.5.
La présente partie de l’ISO 16000 explique à l'utilisateur comment préparer les cartouches d'échantillonnage à
partir de cartouches de gel de silice de qualité chromatographique, disponibles dans le commerce, en appliquant
du DNPH acidifié sur chaque cartouche. Il existe également des cartouches de gel de silice préimprégnées de
DNPH dont l'utilisation est recommandéecar elles présentent généralement une meilleure uniformité de production
et des niveaux de blanc inférieurs. Cependant, en cas d'utilisation de cartouches du commerce, il faut démontrer
qu'elles satisfont aux critères de performance de la présente partie de l’ISO 16000. Les cartouches du commerce
présentent l'avantage supplémentaire d'être disponibles avec une granulométrie des particules de silice supérieure,
ce qui permet une diminution des chutes de pression. Ces cartouches qui présentent des chutes de pression
réduites peuvent s'avérer être plus adaptées à un échantillonnage de l'air au moyen de pompes d'échantillonnage
individuelles à piles.
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Légende
R alkyle ou groupes aromatiques pour les cétones, ou H pour les aldéhydes
R� alkyle ou groupes aromatiques, pour les cétones
Figure 1 — Réaction des composés carbonylés
4 Limitations et interférences
4.1 Généralités
Le débit d'échantillonnage, tel que décrit dans la présente partie de l’ISO 16000, a été validé pour des vitesses
d'échantillonnage pouvant atteindre jusqu'à 1,5 l/min. Cette limitation du débit est principalement due à la chute de
pression élevée(� 8kPa à 1,0 l/min) observée sur les cartouches de gel de silice préparées par l'utilisateur et qui
présentent des granulométries comprises entre 55�met 105�m. Ces cartouches sont généralement
incompatibles avec les pompes à piles utilisées dans l'équipement d'échantillonnage individuel (par exemple celles
utilisées dans le cadre de l'hygiène industrielle).
Le mode opératoire d'échantillonnage sur adsorbant solide est spécifique à l'échantillonnage et à l'analyse du
formaldéhyde. Les interférences observées avec cette méthode sont dues à certains isomères d’aldéhydes et
cétones qui ne peuvent pas être séparés par HPLC lors de l'analyse d'autres aldéhydes et de cétones. Les
composés organiques qui présentent le même temps de rétention et une absorbance significative à 360 nm que
les dérivés DNPH du formaldéhyde risquent de fausser l'analyse. Il est souvent possible de maîtriser ces
interférences en modifiant les conditions de séparation (par exemple par le recours à des colonnes HPLC
supplémentaires ou à des compositions en phase mobile).
La contamination du réactif DNPH par le formaldéhyde est un problème fréquent. Le DNPH doit être purifié par
recristallisations multiples dans de l'acétonitrile de qualité UV. Cette recristallisation est effectuée à une
température comprise entre 40 °Cet 60 °C, par évaporation lente du solvant afin d'optimiser la granulométrie. Les
niveaux d'impureté des composés carbonylés dans le DNPH sont doséspréalablement à l'utilisation de la
chromatographie en phase liquide à haute performance et il est recommandé qu'ils soient inférieurs à 0,15�gpar
cartouche.
Une exposition directe des cartouches d'échantillonnage imprégnées de DNPH à la lumière du soleil peut
provoquer des artefacts qu'il convient d'éviter [4].
Il est impossible d'utiliser cette méthode pour une quantification précise de l'acroléine dans l'air. Cette inexactitude
des résultats peut être due à la formation de pics dérivés multiples et à l'instabilité des rapports de pics [9].
Le NO réagit avec le DNPH. Des concentrations élevées en NO (pour les cuisinières à gaz par exemple) peuvent
2 2
créer des problèmes car la duréederétentiondudérivé DNPH peut être analogue à celledudérivé formaldéhyde-
DNPH en fonction de la colonne HPLC et des paramètres [14], [15], [16].
4.2 Interférences dues à l'ozone
Lorsque des niveaux anormalement élevés d'ozone sont susceptibles d'être présents dans la zone
d'échantillonnage (dus, par exemple, à des photocopieurs), il convient de prendre des précautions particulières. Il a
été démontré que l'ozone interférait de manière négative par réaction dans la cartouche à la fois avec le DNPH et
avec ses dérivés (hydrazones) [5]. L'ampleur de l'interférence dépend des variations temporaires de l'ozone et des
composés carbonylés, mais aussi de la duréed'échantillonnage. Des interférences négatives significatives ont été
observées même à des concentrations de formaldéhyde et d'ozone caractéristiques de l'air ambiant non contaminé
3 3
(respectivement, 2�g/m et 80�g/m )[6]. À l'analyse, l'apparition de nouveaux composésavecdes tempsde
rétention réduits par rapport à ceux de l'hydrazone du formaldéhyde suffit pour confirmer la présence d'ozone dans
l'échantillon. La Figure 2 montre des chromatogrammes d'échantillons d'une veine d'air dopéeauformaldéhyde
avec ou sans ozone.
Légende
X non identifié
0 DNPH
1Formaldéhyde
2Acétaldéhyde
a
Avec ozone
b
Sans ozone
Figure 2 — Chromatogramme d'échantillons de formaldéhyde dans un courant d'air avec ou sans ozone
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La solution la plus directe pour résoudre le problème des interférences dues à l'ozone est de supprimer toute trace
d'ozone avant que l'air échantillonné n'entre en contact avec la cartouche. Pour ce faire, il est possible d'utiliser un
épurateur d'ozone placé devant la cartouche. Ces équipements sont disponibles dans le commerce. Un épurateur
d’ozone peut être réaliséà partir d'un tube de cuivre de 1 m de long, d'un diamètre extérieur de 0,64 cm et d'un
diamètre intérieur de 0,46 cm, rempli d'une solution saturée d'iodure de potassium diluée dans de l'eau, laissé au
repos pendant quelques minutes (par exemple 5 min), purgé et séché avec un courant d'air stérile ou de l'azote
pendant environ 1 h. La capacité d’épuration de l'équipement, ainsi décrit, est d'environ 200�gd’ozone/m h
d'ozone. Les aldéhydes essayés(formaldéhyde, acétaldéhyde, propionaldéhyde, benzaldéhyde et p-tolualdéhyde)
dynamiquement dopés dans un échantillon de courant d'air ambiant sont passés à travers cet épurateur d’ozone
avec pratiquement aucune perte [7]. Des épurateurs d'ozone du commerce réalisés à partir d'une cartouche
remplie de 300 mg à 500 mg de granulés d'iodure de potassium ont également prouvé leur efficacité dans
l'élimination de l'ozone [8].
5 Mesuresdesécurité
5.1 La présente partie de l’ISO 16000 n'a pas pour objectif de traiter l'ensemble des problèmes liés à la sécurité
pouvant intervenir dans le cadre de son utilisation. Il est de la responsabilité de l'utilisateur de la présente partie de
l’ISO 16000 de déterminer les pratiques appropriées pour la sécurité et la protection de la santé, ainsi que le
domaine d'application des limites réglementaires avant utilisation.
5.2 Le 2,4-dinitrophénylhydrazine est explosif à l'état sec et doit être manipulé avec des précautions extrêmes. Il
est également toxique (dose létale moyenne chez le rat� 654 mg/kg). De plus, il s'est avéré mutagène lors de
certains essais et il provoque des irritations des yeux et de la peau.
5.3 L'acide perchlorique à des concentrations inférieures à 68 % en fraction massique est stable et non oxydant
à température ambiante. Cependant, il peut facilement se déshydrater à des températures supérieures à 160 °Cet
est susceptible de provoquer des explosions au contact d'alcools, de bois, de cellulose et de tout autre matériau
oxydable. Il convient de le conserver à un emplacement frais et sec et de l'utiliser uniquement sous une hotte
aspirante avec précaution.
6 Appareillage
Appareillage courant de laboratoire, avec:
6.1 Échantillonnage
6.1.1 Cartouche d'échantillonnage, garnie de gel de silice et imprégnée de DNPH, conformément à l'article 8,
ou telle que disponible sur le marché.
Cette cartouche doit contenir une quantité minimale de 350 mg de gel de silice avec un taux de charge minimal de
DNPH de 0,29 % en fraction massique. Le rapport du diamètre de la couche de gel de silice sur sa longueur ne
doit pas dépasser 1 sur 1. La contenance de la cartouche pour le formaldéhyde doit être au moins égale à 75�get
le rendement du prélèvement doit être au moins égal à 95 % à une vitesse d'échantillonnage de 1,5 l/min. Des
cartouches d’échantillonnage présentant des niveaux de blanc très bas et des performances élevées sont
disponibles dans le commerce.
NOTE Une chute de pression d'environ 19 kPa a été observée à travers la cartouche préparée par l'utilisateur, à une
vitesse d'échantillonnage de 1,5 l/min. Certaines cartouches préimprégnées disponibles dans le commerce peuvent présenter
des chutes de pression inférieures, ce qui permet l'utilisation de pompes d'échantillonnage individuelles à piles.
6.1.2 Pompe d'échantillonnage d'air, capable d'échantillonner avec exactitude et fidélité entre0,1l/minet
1,5 l/min.
6.1.3 Régulateur de débit, débitmètres massiques et régulateurs de débit massique, ou tout autre dispositif
adapté, pour le mesurage/réglage du débit de 0,50 l/min à 1,20 l/min d'air à travers la cartouche d'échantillonnage.
6.1.4 Instrument d'étalonnage de débit, tel que rotamètre, débitmètre à bulles ou compteur d'essai au mouillé.
6.2 Préparation de l'échantillon
6.2.1 Récipients à cartouches, par exemple tubes à culture en verre de borosilicate (20 mm sur 125 mm),
équipés de bouchons filetés en polypropylène, ou tout autre récipient adapté pour le transport des cartouches
imprégnées.
6.2.2 Gants en polyéthylène, utilisés pour manipuler les cartouches de gel de silice.
6.2.3 Conteneurs de transport, boîtes en métal à couvercle rentrant (par exemple d'une contenance de 4 l) ou
tout autre récipient adapté, avec une garniture en polyéthylène à bulles d'air ou tout autre conditionnement adapté,
pour la conservation et la protection des récipients à cartouches étanches.
NOTE Un sachet en film plastique thermosoudable du type de ceux fournis avec certaines cartouches DNPH du
commerce préimprégnées peut, le cas échéant, être utilisé pour la conservation des cartouches imprégnées de DNPH après
échantillonnage.
6.2.4 Support pour l’imprégnation des cartouches.
Un support à seringues, réaliséà partir d'une plaque d'aluminium (0,16 cm � 36 cm � 53 cm), avec des pieds
réglables aux quatre coins. Une matrice (5� 9) d'orifices circulaires, d'un diamètre légèrement supérieur au
diamètre des seringues de 10 ml, perforée à partir ducentredelaplaque demanière symétrique, afin de permettre
le traitement par lots de 45 cartouches dans le cadre du nettoyage, de l’imprégnation et/ou de l'élution des
échantillons (voir Figure 3).
6.2.5 Rampe de séchage pour cartouches, tel qu’un support avec raccords à gaz et plusieurs connecteurs
mâles à seringues normalisés (voir Figure 3).
NOTE Les appareillages décrits en 6.2.4 et 6.2.5 sont uniquement requis si les utilisateurs décident de fabriquer leurs
propres cartouches imprégnées de DNPH.
6.3 Analyse de l'échantillon
6.3.1 Système de chromatographie en phase liquide à haute performance, constitué d'un réservoir à phase
mobile, d'une pompe à haute pression, d'une soupape à injection (échantillonneur automatique avec un volume de
la boucle d'injection égal à 25�l ou toute autre capacité adaptée), d'une colonne C18 en phase inversée (par
exemple 25 cm � 4,6 mm de diamètre interne, granulométrie égale à 5�m), d'un détecteur d'UV ou d’un détecteur
à barrette de diodes fonctionnant à 360 nm et d'un système d’acquisition de données ou d'un enregistreur à papier
déroulant.
Le dérivé formaldéhyde-DNPH est dosé par une HPLC en phase inversée isocratique, équipéed'undétecteur à
absorption d'ultraviolet (UV) fonctionnant à 360 nm. La désorption et l'analyse sont ainsi effectuées sur une
cartouche à blanc. Le formaldéhyde et d'autres composés carbonylésde l'échantillon sont identifiés et quantifiés
par comparaison de leur temps de rétention et de leurs hauteurs ou aires de pic avec les valeurs obtenues pour les
solutions étalons.
NOTE La plupart des systèmes d'analyse par HPLC du commerce sont parfaitement adaptés pour cette application.
6.3.2 Seringues et pipettes
6.3.2.1 Seringues d'injection pour HPLC, d'une contenance égale à au moins quatre fois le volume de la
boucle d'injection (voir 6.3.1).
6.3.2.2 Seringues, d'une contenance de 10 ml, utilisées pour préparer des cartouches imprégnées de DNPH
(des seringues en polypropylène sont adaptées).
6.3.2.3 Raccords et bouchons à seringues, pour relier les seringues au système d'échantillonnage et
obturer les seringues préparées.
6.3.2.4 Pipettes, système volumétrique, distribution répétitive, plage comprise entre 0 ml et 10 ml.
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a) Support pour l’imprégnation des cartouches
b) Support pour le séchage des cartouches imprégnées de DNPH
Légende
1 Seringues en verre de 10 ml 5Fluxd'azote
2 Support à tube d'essai 6 Raccord à seringue
3 Cartouches 7 Flaconderécupération
4Béchers de récupération
Figure 3 — Support à seringues pour l’imprégnation et le séchage des cartouches d'échantillonnage
7Réactifs
7.1 2,4-Dinitrophénylhydrazine, recristallisé au moins à deux reprises avant l'utilisation avec de l'acétonitrile de
qualité UV.
7.2 Acétonitrile, qualité UV (il convient de soumettre chaque bain de solvant à un essai avant utilisation).
7.3 Acide perchlorique, fraction massique de 60 %,�� 1,51 kg/l.
7.4 Acide chlorhydrique, fraction massique de 36,5 % à 38 %, �� 1,19 kg/l.
7.5 Formaldéhyde, solution à 37 % (fraction massique).
7.6 Aldéhydes et cétones, puretéélevée, utilisés pour la préparation des étalons des dérivés DNPH (facultatif).
7.7 Éthanol ou méthanol, qualité HPLC.
7.8 Azote, puretéélevée (qualité maximale).
7.9 Charbon actif, en granulés (qualité maximale).
7.10 Hélium, puretéélevée (qualité maximale).
8Préparation des réactifs et cartouches
8.1 Purification du 2,4-dinitrophénylhydrazine
La contamination par le formaldéhyde du réactif DNPH est un problème fréquent. Le DNPH doit être purifié par
recristallisations multiples dans de l'acétonitrile de qualité UV. Cette recristallisation est effectuée à une
température comprise entre 40 °Cet 60 °C, par évaporation lente du solvant afin d'optimiser la granulométrie. Les
niveaux d'impureté des composés carbonylés dans le DNPH sont doséspréalablement à l'utilisation de la
chromatographie en phase liquide à haute performance et il est recommandé qu'ils soient inférieurs à 0,15 g par
cartouche et par composé individuel.
Préparer une solution sursaturée de DNPH en faisant bouillir l'excédent de DNPH dans 200 ml d'acétonitrile
pendant environ 1 h. À l'issuede cedélai, retirer et transférer le surnageant dans un bécher fermé posé sur une
plaque chauffante et laisser graduellement refroidir jusqu'à obtention d'une température comprise entre 40 °Cet
60 °C. Maintenir la solution à cette température (40 °C) jusqu'à l'évaporation d'une fraction volumique de 95 % de
solvant. Décanter la solution et rincer deux fois les cristaux résiduaires avec trois fois leur volume apparent
d'acétonitrile. Transférer ces cristaux dans un autre bécher stérile, ajouter 200 ml d'acétonitrile, porter àébullition
et opérer une lente recristallisation à une température comprise entre 40 °Cet 60 °C jusqu'àévaporation d'une
fraction volumique de 95 % de solvant. Répéter l’opération de rinçage décrite précédemment. Prélever une partie
aliquote du second rinçage, diluer dix fois avec de l'acétonitrile, acidifier avec 1 ml d'acide perchlorique (3,8 mole/l)
pour 100 ml de solution DNPH et analyser par HPLC, conformément à 9.3.4.
AVERTISSEMENT — Exécuter ce mode opératoire sous une hotte correctement ventiléeet derrière un
écran antidéflagration.
NOTE Un acide est nécessaire pour catalyser la réaction des composés carbonylés avec le DNPH. La plupart des acides
inorganiques forts, tels que l'acide chlorhydrique, l'acide sulfurique, l'acide phosphorique ou l'acide perchlorique conviennent
parfaitement. Dans certains cas rares, l'acide chlorhydrique et l'acide sulfurique peuvent poser des problèmes.
Un niveau d'impureté inférieur à 0,025�g/ml d'hydrazone formaldéhyde est admis dans le réactif DNPH
recristallisé, soit 0,02 % de la fraction massique du DNPH.
Si ce niveau d'impureté n'est pas admissible pour l'échantillonnage, répéter la recristallisation. Transférer les
cristaux purifiés dans un flacon à réactifs tout en verre, ajouter 200 ml d'acétonitrile, boucher, agiter doucement et
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laisser reposer pendant une nuit. Analyser le surnageant par HPLC, conformément à 9.3.4. Si le niveau d'impureté
n'est pas satisfaisant, prélever lasolutionrésiduaire au moyen d'une pipette, puis ajouter 25 ml d'acétonitrile aux
cristaux purifiés. Répéter le rinçage par portions de 20 ml d'acétonitrile jusqu'à confirmation après analyse HPLC
d'un niveau d'impureté suffisamment bas.
Si le niveau d'impureté est satisfaisant, ajouter encore 25 ml d'acétonitrile, boucher et agiter le flacon à réactifs,
puis mettre de côté. La solution saturée au-dessus des cristaux purifiés constitue le réactif DNPH contrôlé.
Conserver uniquement un volume minimal de solution saturée suffisant pour les besoins quotidiens. S'il s'avérait
nécessaire de rincer à nouveau les cristaux afin de diminuer le niveau d'impureté pour des applications requérant
des spécifications de saturation plus strictes, les pertes en réactif purifié seraient ainsi réduites. Utiliser des
pipettes stériles pour prélever la solution mère de DNPH saturé en vue d'une application analytique. Ne pas verser
directement la solution de contrôle à partir du flacon à réactifs.
8.2 Préparation du dérivé formaldéhyde-DNPH
Ajouter une quantité suffisantedeHCl (2mol/l) à une partie du DNPH recristallisé afin d'obtenir une solution à peu
près saturée. Ajouter à cettesolution duformaldéhyde en excédent molaire au DNPH. Filtrer le précipité de
formaldéhyde-DNPH, laver avec du HCl (2 mol/l) et de l'eau, puis laisser sécher à l'air libre.
Vérifier la pureté du dérivé formaldéhyde-DNPH par détermination du point de fusion (entre 165 °Cet 166 °C) ou
analyse HPLC. Si le niveau d'impureté n'est pas admissible, recristalliser le dérivé dans de l'éthanol. Contrôler à
nouveau la pureté et recristalliser au besoin jusqu'à l'obtention d'un niveau de pureté admissible (par exemple,
99 % de fraction massique).
Il est recommandé de conserver le dérivé formaldéhyde-DNPH par réfrigération (4 °C) et à l’abri de la lumière. Il
convient qu’il reste stable pendant au moins six mois. Un stockage sous azote ou argon prolongera encore la
duréedeviedudérivé.
Les points de fusion des dérivés DNPH de certains composés carbonyléssontdonnés dans l’annexe B.
Des dérivésDNPH du formaldéhyde, ainsi que d'autres composés carbonylés, pouvant servir d'étalon, sont
disponibles dans le commerce sous forme de cristaux purs ou de solutions mère d'acétonitrile individuelles ou en
mélange.
8.3 Préparation des étalons de formaldéhyde-DNPH
Préparer une solution étalon de dérivé formaldéhyde-DNPH par dissolution dans l'acétonitrile de quantités pesées
avec précision. Préparer un mélange normalisé d'étalons de travail à partir de la solution mère. Il convient d'ajuster
la concentration du dérivé formaldéhyde-DNPH dans les solutions de mélange normalisées en fonction de la plage
de concentrations prévue dans des conditions réelles d'échantillonnage.
Des solutions mère individuelles d'environ 100 mg/l sont préparées par dissolution de 10 mg de dérivé solide dans
100 ml d'acétonitrile. Cette solution individuelle est utilisée pour la préparation d'étalons contenant le dérivé
analyséà des concentrations comprises entre 0,5�g/ml et 20�g/ml et recouvrant la concentration utile.
Conserver l'ensemble des solutions étalons dans un récipient fermé hermétiquement à l'intérieur d'un réfrigérateur
et à l'abri de la lumière. Laisser s’équilibrer à température ambiante préalablement à toute utilisation. Il convient de
remplacer ces étalons toutes les quatre semaines.
8.4 Préparation des cartouches de gel de silice imprégnées de DNPH
8.4.1 Généralités
Le présent mode opératoire doit être exécuté dans une atmosphère présentant un bruit de fond en aldéhydes
extrêmement faible. Tout le matériel en verre ou en plastique doit être nettoyé soigneusement et rincé avec de
l'eau déminéraliséeetdel'acétonitrile exempt d'aldéhyde. De plus, il est important de réduire tout contact entre les
réactifs et l'air du laboratoire. Le port de gants en polyéthylène est obligatoire lors de la manipulation des
cartouches.
8.4.2 Solution d’imprégnation de DNPH
Introduire au moyen d'une pipette 30 ml de solution mère de DNPH saturé dans une fiole jaugée d'une contenance
de 1 000 ml, puis ajouter 500 ml d'acétonitrile. Acidifier avec 1,0 ml d'HCl concentré.
Il est recommandé de filtrer l'atmosphère en contact avec la solution acidifiée à l'aide d'une cartouche de gel de
silice imprégnée de DNPH, afin de minimiser toute contamination par l'air du laboratoire. Agiter la solution, puis
compléter avec de l'acétonitrile. Reboucher la fiole, puis la retourner et agiter plusieurs fois pour homogénéiser la
solution. Transférer la solution acidifiéedansun flacon à réactifs, équipé d'un distributeur volumétrique présentant
une plage comprise entre 0 ml et 10 ml.
Amorcer le distributeur et retirer lentement 10 ml à 20 ml de solution. Prélever une partie aliquote dans un flacon
d'échantillonnage et vérifier le niveau d'impureté de la solution acidifiée par HPLC, conformément à 9.3.4. Il
convient que ce niveau d'impureté soit inférieur à 0,025�gdeformaldéhyde/ml.
8.4.3 Imprégnation des cartouches de gel de silice
Ouvrir le conditionnement de la cartouche, relier la plus petite extrémitéà une seringue d'une contenance de 10 ml,
puis placer le tout dans un support à seringues. Le support à seringues servant à l’imprégnation et au séchage des
cartouches d'échantillons est illustréà la Figure 3 a) et b). Ajouter 10 ml d'acétonitrile à chaque seringue au moyen
d'une pipette volumétrique à distribution répétitive. Laisser le liquide s'écouler par gravité.
Éliminer toute bulle d'air piégée entre la seringue et la cartouche de silice en la déplaçant avec l'acétonitrile dans la
seringue.
Régler le distributeur répétitif contenant la solution d’imprégnation de DNPH acidifié afin qu'il répartisse 7 ml par
cartouche. Lorsque l'écoulement en sortie de la cartouche est terminé, distribuer 7 ml de réactif d’imprégnation
dans chaque seringue. Laisser l’imprégnation s'écouler à travers la cartouche jusqu'à l'évacuation totale de
l'excédent de liquide à l'autre extrémité. Essuyer avec un papier de soie propre toute trace de liquide aux orifices
de sortie des cartouches.
Assembler une rampe de séchage, comme illustréà la Figure 3 b). Celle-ci comporte au niveau de chaque embout
de sortie une cartouche imprégnéedeDNPH, préalablement préparée (par exemple, un épurateur ou une
«cartouche de garde»). Ces «cartouches de garde» permettent d'éliminer toute trace de formaldéhyde au niveau
de l'arrivée d'azote. Il est possible de sécher quelques-unes des cartouches récemment préparées, conformément
aux instructions ci-dessous, c'est-à-dire de «sacrifier» ces quelques cartouches pour garantir la pureté de
l'ensemble.
Insérer les connecteurs à cartouche (évasés aux deux extrémités, tube en téflon d'un diamètre externe de 0,64 cm
sur 2,5 cm, avec un diamètre interne légèrement inférieur au diamètre externe de l’embout de la cartouche) sur
l'embout le plus long de la cartouche d'épuration.
Retirer les cartouches des seringues et fixer les embouts les plus courts des cartouches à l'autre extrémité des
connecteurs déjà reliés aux cartouches d'épuration.
Injecter de l'azote dans chaque cartouche à un débit compris entre environ 300 ml/min et 400 ml/min. Rincer les
surfaces extérieures et les embouts de sortie des cartouches avec de l'acétonitrile au moyen d'une pipette Pasteur.
Après 15 min, couper l'alimentation en azote, essuyer toute trace d'acétonitrile et retirer les cartouches séchées.
Fermer les deux extrémités des cartouches imprégnées avec des bouchons à seringues en polyéthylène standard,
puis mettre le tout dans un tube à essai en verre de borosilicate, muni d'un bouchon fileté en polyéthylène.
Placer une étiquette avec le numéro de sérieetlenuméro de lot sur chaque récipient de stockage des cartouches
et réfrigérer le lot préparé jusqu'à l'utilisation.
On a constaté que les cartouches d’échantillonnage étaient stables pendant au moins six mois lorsqu’elles sont
conservées à 4 °C à l’abri de la lumière.
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9 Mode opératoire
9.1 Prélèvement d'échantillons
Assembler le système d'échantillonnage et s'assurer que la pompe peut fournir un débit constant pendant toute la
duréed'échantillonnage. Les cartouches d'échantillonnage peuvent être utilisées sans risque pour le prélèvement
d'air lorsque la température est supérieure à 10 °C. Si nécessaire, ajouter un système d'épuration d'ozone
(voir 4.2).
Avant le prélèvement des échantillons, s'assurer que le système ne présente aucune fuite. Raccorder l'orifice
d'entrée (embout court) de la cartouche afin qu'aucun débit ne soit indiqué en sortie de la pompe. Il convient que le
débitmètre n’indique aucun écoulement d'air à travers le système d'échantillonnage.
Lors de périodes d'échantillonnage non surveillées ou étendues, il est hautement recommandé de recourir à un
régulateur de débit massique ou, le cas échéant, à une pompe d'échantillonnage individuelle compensée, afin de
maintenir un écoulement constant. Il convient de régler le régulateur à une valeur au moins égale à 20 % au-
dessous de la valeur maximale fixéede l'écoulement d'air dans la cartouche.
NOTE 1 Le gel de silice est maintenu dans la cartouche entre deux frittés de porosité fine. Lors de l'échantillonnage,
l'écoulement d'air peut être modifié au fur et à mesure que les particules en suspension dans l'air se déposent sur le fritté
frontal. Cette modification de l'écoulement peut être importante lors d'échantillonnages en atmosphères chargées en matière
particulaire.
Installer la totalité de l'assemblage (y compris, une cartouche d'échantillonnage «factice»)et vérifier queledébit
atteint une valeur proche du débit souhaité.En règle générale, il convient d'utiliser des débits compris entre
0,5 l/min et 1,2 l/min. De plus, il convient que le nombre total de molécules de composés carbonylés dans le
volume d'air échantillonné ne dépasse pas celui du DNPH (2 mg ou 0,01 mol par cartouche; 1 mg à 2mg par
cartouche pour les cartouches préimprégnées disponibles dans le commerce). En règle générale, il y alieude
considérer comme admissible une taille d'échantillon inférieure à 75 % de la charge massique en DNPH de la
cartouche [100�g à 200�g en HCHO; en ce qui concerne les interférences à prendre en compte (voir l’article 4)].
L'étalonnage est habituellement réalisé au moyen d'un débitmètre à bulle ou d'un compteur d'essai au mouillé
étalonné, raccordé au point de sortie de l'écoulement, en admettant que le système est parfaitement étanche.
NOTE 2 L'EN 1232:1997 [13] décrit une méthode d'étalonnage appropriéene requérant pas de système étanche en aval de
la pompe.
Mesurer et enregistrer le débit d'échantillonnage au début et à la findelapériode d'échantillonnage afin de
déterminer le volume d'échantillonnage. Si la période d'échantillonnage dépasse 2 h, il convient de mesurer le
débit à des temps intermédiaires. Inclure un rotamètreafin depermettreune observationdudébit sans interruption
du procédé d'échantillonnage. Il est également possible d'utiliser une pompe qui effectue des mesurages directs et
des enregistrements continus du débit.
Avant l'échantillonnage, retirer le récipient à cartouche de la boîte en métal à couvercle rentrant ou de tout autre
conteneur adapté. Laisser se réchauffer la cartouche à température ambiante dans le tube en verre avant de la
raccorder à la ligne d'échantillonnage.
Pour les cartouches DNPH préimprégnées du commerce, laisser-les également se réchauffer à température
ambiante avant leur raccordement à la ligne d'échantillonnage.
À l'aide de gants en polyéthylène, retirer les bouchons de seringue et relier la cartouche au système
d'échantillonnage
...