ISO 22610:2018

NORME ISO
INTERNATIONALE 22610
Deuxième édition
2018-09
Champs chirurgicaux, casaques
et tenues de bloc, utilisés en tant
que dispositifs médicaux, pour
les patients, le personnel et les
équipements — Méthode d'essai
de résistance à la pénétration de la
barrière bactérienne à l'état humide
Surgical drapes, gowns and clean air suits, used as medical devices,
for patients, clinical staff and equipment — Test method to determine
the resistance to wet bacterial penetration
Numéro de référence
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ISO 2018
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publication ne peut être reproduite ni utilisée sous quelque forme que ce soit et par aucun procédé, électronique ou mécanique,
y compris la photocopie, ou la diffusion sur l’internet ou sur un intranet, sans autorisation écrite préalable. Une autorisation peut
être demandée à l’ISO à l’adresse ci-après ou au comité membre de l’ISO dans le pays du demandeur.
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Sommaire Page
Avant-propos .iv
Introduction .v
1 Domaine d’application . 1
2 Références normatives . 1
3 Termes et définitions . 1
4 Principe . 2
5 Appareillage, réactifs et matériaux . 3
6 Appareillage et accessoires d’essai . 5
7 Préparation des boîtes de gélose . 6
8 Inoculum bactérien. 6
9 Mode opératoire. 7
9.1 Généralités . 7
9.2 Préparation des boîtes de gélose de 14 cm de diamètre . 7
9.2.1 Séchage des boîtes . 7
9.2.2 Détermination de la distance entre la gélose et le bord . 7
9.3 Ensemencement du donneur. 8
9.4 Matériau d’essai . 8
9.5 Préparation de l’assemblage d’essai. 9
9.6 Mode opératoire d’essai .10
9.7 Boîtes témoins .12
9.7.1 Contrôles environnementaux .12
9.7.2 Contamination bactérienne .12
10 Évaluation .13
10.1 Conditions requises pour un essai valide .13
10.2 Détermination du nombre de colonies de Bacillus atrophaeus .13
11 Expression des résultats.14
12 Fidélité .14
12.1 Matériau de référence .14
12.2 Matériau d’échantillon .14
13 Rapport d’essai .15
Annexe A (normative) Milieux .16
Annexe B (normative) Appareillage et accessoires d’essai .17
Annexe C (normative) Appareillage et contrôle de performance du laboratoire .20
Annexe D (informative) Estimation de la contamination bactérienne sur la partie
supérieure de l’éprouvette et de la charge bactérienne résiduelle sur le donneur .21
Annexe E (informative) Transmission d’agents infectieux au cours d’interventions
chirurgicales invasives .22
Annexe F (informative) Fidélité de l’essai de pénétration bactérienne à l’état humide .23
Bibliographie .26
Avant-propos
L’ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d’organismes
nationaux de normalisation (comités membres de l’ISO). L’élaboration des Normes internationales est
en général confiée aux comités techniques de l’ISO. Chaque comité membre intéressé par une étude
a le droit de faire partie du comité technique créé à cet effet. Les organisations internationales,
gouvernementales et non gouvernementales, en liaison avec l’ISO participent également aux travaux.
L’ISO collabore étroitement avec la Commission électrotechnique internationale (IEC) en ce qui
concerne la normalisation électrotechnique.
Les procédures utilisées pour élaborer le présent document et celles destinées à sa mise à jour sont
décrites dans les Directives ISO/IEC, Partie 1. Il convient, en particulier de prendre note des différents
critères d’approbation requis pour les différents types de documents ISO. Le présent document a été
rédigé conformément aux règles de rédaction données dans les Directives ISO/IEC, Partie 2 (voir www
.iso .org/directives).
L’attention est attirée sur le fait que certains des éléments du présent document peuvent faire l’objet de
droits de propriété intellectuelle ou de droits analogues. L’ISO ne saurait être tenue pour responsable
de ne pas avoir identifié de tels droits de propriété et averti de leur existence. Les détails concernant
les références aux droits de propriété intellectuelle ou autres droits analogues identifiés lors de
l’élaboration du document sont indiqués dans l’Introduction et/ou dans la liste des déclarations de
brevets reçues par l’ISO (voir www .iso .org/brevets).
Les appellations commerciales éventuellement mentionnées dans le présent document sont données
pour information, par souci de commodité à l’intention des utilisateurs et ne sauraient constituer un
engagement.
Pour une explication de la nature volontaire des normes, la signification des termes et expressions
spécifiques de l’ISO liés à l’évaluation de la conformité, ou pour toute information au sujet de l’adhésion
de l’ISO aux principes de l’Organisation mondiale du commerce (OMC) concernant les obstacles
techniques au commerce (OTC) voir le lien suivant: www .iso .org/iso/fr/avant -propos .html.
Le présent document a été élaboré par le comité technique ISO/TC 94, Sécurité individuelle ― Équipement
de protection individuelle, sous-comité SC 13, Vêtements de protection.
Cette deuxième édition annule et remplace la première édition (ISO 22610:2006), qui a fait l’objet d’une
révision technique.
Bien que les principes qui s’appliquent soient les mêmes que ceux de l’ISO 22610:2006, il convient de
considérer que la présente méthode d’essai révisée constitue techniquement une nouvelle méthode
d’essai.
Les principales différences entre le présent document et l’ISO 22610:2006 sont les suivantes:
— une souche d’espèce bactérienne différente;
— une description plus détaillée de l’appareillage, des réactifs et des matériaux;
— des tolérances plus strictes concernant les exigences relatives à l’appareillage;
— des tolérances plus strictes concernant le (pré-)traitement, la préparation des boîtes de gélose,
l’inoculum bactérien et le donneur;
— un protocole rigoureux pour le mode opératoire d’essai.
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Introduction
Il existe de nombreux exemples de situations dans lesquelles les bactéries transportées par un liquide
peuvent migrer à travers une barrière à l’état humide. La pénétration à l’état humide de la flore de la
peau à travers un matériau couvrant pourrait en être un exemple (voir Annexe E).
La réglementation européenne en matière de dispositifs médicaux impute expressément au fabricant
la responsabilité d’éviter les infections liées aux dispositifs. Il est nécessaire d’utiliser des méthodes
d’essai internationales harmonisées et reconnues afin de démontrer la conformité à cette exigence et de
décrire un produit pour l’utilisateur.
La méthode d’essai décrite dans la présente Norme internationale utilise des techniques de microbiologie
et ce sont donc uniquement des laboratoires ayant l’expérience de ces travaux et l’équipement requis
qui se chargent de sa mise en œuvre.
L’ISO 22610:2006 a fait l’objet d’une révision importante afin d’améliorer la fidélité de la méthode
d’essai.
La principale différence entre le présent document et l’ISO 22610:2006 est que le présent document
spécifie une souche d’espèce bactérienne différente et des tolérances plus strictes concernant la
manipulation du matériau et le mode opératoire, se traduisant par une amélioration de la reproductibilité
et de l’exactitude des mesurages.
Pour obtenir des résultats exacts, répétables et reproductibles, non seulement l’appareillage doit
satisfaire aux exigences spécifiées dans le présent document, mais la manipulation du matériau et le
mode opératoire d’essai doivent également être respectés avec précision et constance. De faibles écarts
par rapport aux exigences relatives à l’appareillage, au mode opératoire et/ou à la manipulation de
l’éprouvette peuvent entraîner une perte considérable de répétabilité, de reproductibilité et d’exactitude
du mesurage.
NORME INTERNATIONALE ISO 22610:2018(F)
Champs chirurgicaux, casaques et tenues de bloc, utilisés
en tant que dispositifs médicaux, pour les patients, le
personnel et les équipements — Méthode d'essai de
résistance à la pénétration de la barrière bactérienne à
l'état humide
AVERTISSEMENT — L’utilisation du présent document peut impliquer l’emploi de produits et
la mise en œuvre de modes opératoires et d’appareillages à caractère dangereux. Le présent
document n’a pas pour but d’aborder tous les problèmes de sécurité liés à son utilisation.
Il incombe à l’utilisateur du présent document d’établir, avant de l’appliquer, des pratiques
d’hygiène et de sécurité appropriées et de se conformer aux exigences légales applicables.
IMPORTANT — La présente méthode d’essai a fait l’objet d’une importante révision technique
et éditoriale. L’appareillage doit satisfaire aux exigences spécifiées dans le présent document
et les mesurages doivent être effectués dans les conditions spécifiées, en portant une attention
particulière au (pré-)traitement de l’éprouvette et en suivant rigoureusement le mode opératoire
spécifié dans le présent document. De faibles écarts par rapport aux exigences relatives à
l’appareillage, au mode opératoire et/ou à la manipulation de l’éprouvette peuvent entraîner
une perte considérable de répétabilité, de reproductibilité et d’exactitude du mesurage.
1 Domaine d’application
Le présent document spécifie une méthode d’essai, avec un appareillage d’essai associé, utilisée pour
déterminer la résistance d’un matériau à la pénétration de bactéries véhiculées par un liquide, lorsque
ce matériau est soumis à un frottement mécanique.
2 Références normatives
Les documents suivants cités dans le texte constituent, pour tout ou partie de leur contenu, des
exigences du présent document. Pour les références datées, seule l’édition citée s’applique. Pour les
références non datées, la dernière édition du document de référence s’applique (y compris les éventuels
amendements).
ISO 11607-1, Emballages des dispositifs médicaux stérilisés au stade terminal — Partie 1: Exigences
relatives aux matériaux, aux systèmes de barrière stérile et aux systèmes d’emballage
ISO/IEC 17025, Exigences générales concernant la compétence des laboratoires d'étalonnages et d'essais
ISO 17665-1, Stérilisation des produits de santé — Chaleur humide — Partie 1: Exigences pour le
1)
développement, la validation et le contrôle de routine d'un procédé de stérilisation des dispositifs médicaux
3 Termes et définitions
Pour les besoins du présent document, les termes et définitions suivants s’appliquent.
L’ISO et l’IEC tiennent à jour des bases de données terminologiques destinées à être utilisées en
normalisation, consultables aux adresses suivantes:
— ISO Online browsing platform: disponible à l’adresse https: //www .iso .org/obp
— IEC Electropedia: disponible à l’adresse https: //www .electropedia .org/
1) En cours d’élaboration. Stade au moment de la publication ISO/CD 17665-1:2018.
3.1
matériau support
matériau (feuille de papier) utilisé pour supporter le donneur (film de polyuréthane) pendant la
production et la préparation
3.2
donneur
matériau constitué d’un film de polyuréthane ensemencé par un nombre connu de spores viables d’une
souche définie d’une bactérie d’essai
3.3
film de protection
matériau en PEHD utilisé pour recouvrir le donneur et l’éprouvette pendant l’essai
3.4
doigt
partie de l’appareillage d’essai de résistance à la pénétration de la barrière bactérienne à l’état humide,
utilisée pour mettre le donneur et l’éprouvette en contact avec la surface d’une boîte de gélose
3.5
essai répliqué
évaluation complète d’une seule éprouvette, découpée dans l’échantillon (par exemple casaques,
champs chirurgicaux), comprenant cinq dénombrements de boîtes de gélose directement en contact
avec le donneur
3.6
éprouvette
morceau de matériau sur lequel est déterminée la résistance à la pénétration de la barrière bactérienne
à l’état humide
3.7
matériau de référence
matériau normalisé destiné à évaluer la fidélité du laboratoire lors de l’essai de résistance à la
pénétration de la barrière bactérienne à l’état humide
3.8
résistance à la pénétration de la barrière bactérienne à l’état humide
résistance d’un matériau barrière à la pénétration de bactéries, véhiculées par un donneur, lorsqu’il est
soumis à un frottement mécanique et à une humidification
3.9
contamination bactérienne
nombre de spores par millilitre de suspension de Bacillus atrophaeus utilisée pour l’ensemencement du
matériau donneur
3.10
inoculum bactérien
suspension de Bacillus atrophaeus avec une concentration vérifiée
3 4
Note 1 à l'article: La concentration est comprise entre 5,0 × 10 et 1,5 × 10 spores/ml.
4 Principe
Une feuille du matériau donneur, de mêmes dimensions que l’éprouvette et porteuse des bactéries, est
placée sur l’éprouvette, face contaminée vers le bas, puis recouverte d’une feuille du film de protection
en PEHD. Deux anneaux métalliques coniques, s’adaptant étroitement l’un dans l’autre, maintiennent
les trois feuilles ensemble. L’assemblage des matériaux est placé sur une boîte de gélose, les anneaux
métalliques pendant librement à l’extérieur du bord, en exerçant une force de traction. Un doigt résistant
à l’abrasion est placé sur le dessus des matériaux en exerçant une force spécifiée et met l’éprouvette en
contact avec la surface de la gélose. Le doigt est déplacé sur toute la surface de la boîte en moins de
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15 min à l’aide d’un levier pivotant déplacé par une came excentrique. L’assemblage des matériaux, étiré
par la masse des anneaux métalliques, garantit que seule une petite surface de l’éprouvette est mise à
tout moment en contact avec la surface de la gélose. L’effet combiné du frottement et de la migration de
liquide de la surface de la gélose permet aux bactéries de passer du matériau donneur à la surface de la
gélose en traversant l’éprouvette.
L’essai est réalisé pendant 15 min. Au terme des 15 min, la boîte de gélose est remplacée et l’essai répété
avec le même assemblage, c’est-à-dire le même donneur et la même éprouvette. Cinq essais consécutifs
sont réalisés avec le même assemblage, permettant ainsi d’avoir une estimation de la pénétration en
fonction du temps.
Une estimation de la contamination bactérienne sur la partie supérieure de l’éprouvette et de la charge
bactérienne résiduelle sur le matériau donneur peut être déterminée en employant la même technique.
Les boîtes de gélose sont incubées pour faire développer les colonies bactériennes qui sont ensuite
dénombrées.
Les résultats sont exprimés en pourcentage (%) de pénétration par rapport à la charge bactérienne
initialement inoculée sur le donneur.
Si le matériau soumis à essai contient une substance antimicrobienne, il convient de l’inactiver avant
l’essai. S’il n’est pas possible d’inactiver la substance antimicrobienne ou si l’on suppose que le matériau
contient une substance antimicrobienne, il convient de déterminer, en plus, l’activité antibactérienne
résiduelle. Il convient que les informations concernant tout traitement antimicrobien, les résultats de
l’essai de pénétration et de l’essai supplémentaire soient consignés dans le rapport.
5 Appareillage, réactifs et matériaux
Un appareillage, des réactifs et des matériaux courants de laboratoire, ainsi que les suivants, doivent
être utilisés.
Les réactifs doivent être de qualité analytique et/ou convenir pour les techniques de microbiologie.
Les équipements/matériaux à usage unique constituent une alternative acceptable au matériel en verre
et en plastique réutilisable, s’ils ont des spécifications appropriées.
5.1 Poste de sécurité microbiologique de classe II.
5.2 Incubateurs, permettant de maintenir la température à (56 ± 2) °C et (37 ± 2) °C.
5.3 Réfrigérateur, permettant de maintenir la température à (5 ± 3) °C.
5.4 Bain-marie, permettant de maintenir la température à (45 ± 2) °C.
5.5 Suspension de souche bactérienne, spores purifiées de Bacillus atrophaeus ATCC 9372 en
2)
suspension dans de l’éthanol à 90 % à une concentration d’environ 10 spores/ml . Il est possible
d’utiliser d’autres titres, mais la concentration maximale en éthanol après dilution doit être inférieure
à 0,02 %.
5.6 Eau purifiée, fraîchement distillée et/ou déionisée et/ou ultrafiltrée et/ou filtrée par osmose
inverse. Elle doit être exempte de toute substance toxique ou inhibitrice de bactéries.
2) Il est possible de se procurer la suspension de spores dans de l’alcool auprès de SIMICON Gmbh – Munich. Cette
information est donnée à l’intention des utilisateurs de la présente Norme internationale et ne signifie nullement
que l’ISO recommande l’emploi exclusif de ce produit.
5.7 Eau peptonée, 10 g de peptone, 5 g de NaCl et 1 g de Polysorbate 80 dans de l’eau purifiée, complétée
+3
à 1 000 ml, stérilisée à la vapeur d’eau pendant 15 min à une température d’autoclave de (121 ) °C.
5.8 Gélose TGE (TGEA), 3 g d’extrait de bœuf, 5 g de tryptone, 1 g de dextrose, 15 g de gélose dans de
+3
l’eau purifiée, complétée à 1 000 ml, stérilisée à la vapeur d’eau pendant 15 min à (121 ) °C (voir
Annexe A).
5.9 Boîtes de Petri, stériles, de 14 cm et 9 cm de diamètre, avec couvercle.
5.10 Matériau donneur, cinq morceaux de ~25 cm × 25 cm de film de polyuréthane (PU) sur un
support en papier siliconé, épaisseur du film 25 μm à 30 μm, chaque morceau étant emballé dans un
+3
3)
sachet de stérilisation et stérilisé à la vapeur d’eau à (121 ) °C pendant 15 min .
NOTE Recommandations pour sélectionner un matériau donneur approprié: film de polyuréthane (PU)
produit par coulée dans un solvant, mouillable, de 25 μm à 30 μm maximum d’épaisseur, reposant sur du papier
siliconé. Le matériau a une masse volumique de 1,12 g/cm (selon l’ISO 1183-1, Méthode A), une dureté (Shore A)
de 87 ± 1 (selon l’ISO 7619-1), un point de fusion compris entre 160 °C et 175 °C (selon Kofler), une résistance
au déchirement de (40 ± 10) MPa (mesurée sur des films de 50 µm d’épaisseur, mesurage selon l’ISO 527-1 et
l’ISO 527-3) et un allongement à la rupture de 500 ± 125 % (mesuré sur des films de 50 µm d’épaisseur, mesurage
selon l’ISO 527-1 et l’ISO 527-3).
5.11 Film couvrant, cinq morceaux de film de polyéthylène haute densité (PEHD) de ~25 cm × 25 cm
3 4)
ou de ~25 cm de diamètre, de (12 ± 2) µm d’épaisseur, de (0,95 ± 0,095) g/cm de masse volumique .
NOTE Un ou deux morceaux supplémentaires sont nécessaires si les essais sont également effectués pour
obtenir une estimation de la contamination bactérienne sur la partie supérieure de l’éprouvette et/ou de la
charge bactérienne résiduelle sur le donneur (voir Article 7, Annexe D).
5)
5.12 Matériau de référence, «Matériau de référence 400.1.0.6 – ISO 22610» .
— Construction: armure toile en polyester (PES);
— Poids du tissu: (110 à 120) g/m ;
— Finition: aucun traitement chimique;
— Teinture: non teint;
— Perméabilité à l’air: ~10 mm/s selon l’ISO 9237:1995 à 0,1 KPa;
— Résistivité de surface: 1 011 Ω au maximum selon l’DIN 54345-1:1992;
— Stérilisable à la vapeur d’eau.
3) Un matériau donneur approprié est disponible auprès de Gerlinger Industries GmbH, Schwarzhammermühle,
D-08491 Netzschkau, Allemagne (référence : 4220M ou 4220). Le matériau peut être également commandé
chez Schuett-biotec GmbH, Rudolf-Wissell-Str. 13, D-37079 Göttingen, en tant que partie d’un kit d’essai. Cette
information est donnée à l’intention des utilisateurs de la présente Norme internationale et ne signifie nullement
que l’ISO recommande l’emploi exclusif de ce produit.
4) Un film couvrant approprié est disponible auprès de, par exemple, Mo Industri AB, Stråkenvägen 3, SE-56576
Bottnaryd, Suède (référence : 1623-001). Le matériau peut être également commandé chez Schuett-biotec GmbH,
Rudolf-Wissell-Str. 13, D-37079 Göttingen, en tant que partie d’un kit d’essai. Cette information est donnée à
l’intention des utilisateurs de la présente Norme internationale et ne signifie nullement que l’ISO recommande
l’emploi exclusif de ce produit.
5) Disponible auprès de Rotecno AG, Via Vite 3, CH-6855 Stabio, Suisse. Le matériau peut être également commandé
chez Schuett-biotec GmbH, Rudolf-Wissell-Str. 13, D-37079 Göttingen. Cette information est donnée à l’intention des
utilisateurs de la présente Norme internationale et ne signifie nullement que l’ISO recommande l’emploi exclusif de
ce produit.
4 © ISO 2018 – Tous droits réservés

Un autre matériau de référence approprié peut également être utilisé s’il est prouvé que la WBP se situe
dans la même plage et si la fidélité de la méthode d’essai, en utilisant ce matériau, est au moins égale ou
supérieure à celle obtenue avec le matériau de référence spécifié dans le présent document.
5.13 Pipettes, 1 ml et 10 ml.
5.14 Micropipettes, 1 000 μl et 100 μl, munies d’embouts stériles appropriés.
5.15 Tubes de dilution stériles, 10 ml.
5.16 Râteau, en forme de L ou de triangle avec un côté horizontal de 3 cm.
5.17 Éprouvettes, cinq morceaux du matériau barrière à soumettre à l’essai, de ~25 cm × 25 cm ou
d’environ 25 cm de diamètre.
6 Appareillage et accessoires d’essai
6)
6.1 Appareillage, tel que représenté à l’Annexe B .
L’appareillage d’essai est représenté schématiquement à la Figure B.1. L’appareillage se compose d’un
plateau tournant électrique, régulé par une minuterie, pouvant contenir une boîte de gélose de 14 cm de
diamètre. Un levier horizontal muni d’un doigt vertical en acier à son extrémité est fixé sur un pivot, ce
qui permet un mouvement latéral du doigt du centre vers la périphérie de la boîte de gélose en rotation
(60 ± 1) r/min et inversement. Un poids peut être glissé le long du levier afin de régler la force exercée
par le doigt sur l’assemblage de matériaux. Le déplacement du levier est guidé par une came excentrique
en rotation à (5,6 ± 0,1) r/min. Le doigt en acier, ayant une extrémité semi-sphérique polie de 11 mm de
rayon, est amovible et doit être désinfecté entre les essais.
NOTE L’extrémité du doigt en acier peut s’aplatir du fait de l’abrasion. L’extrémité du doigt en acier doit être
contrôlée régulièrement pour vérifier si elle n’est pas aplatie et pour remplacer le doigt si nécessaire.
La force exercée par le doigt sur les matériaux doit être de (3,00 ± 0,05) N; elle est mesurée à l’aide d’un
dynamomètre fixé sur le levier ou d’une balance posée sur le plateau tournant et, si nécessaire, ajustée
à l’aide du poids pouvant glisser (voir Annexe B).
À tout moment donné, le matériau soumis à essai doit uniquement être en contact avec la gélose en
un seul point. Afin de garantir que le doigt se déplace sur toute la surface, il doit être régulièrement
contrôlé selon la méthode décrite dans l’Annexe C. Un enregistrement qualité doit être conservé.
6.2 Objet cylindrique, en acier inoxydable, ou en tout autre matériau approprié pour la stérilisation,
d’environ 9 cm de diamètre et de 4 cm de hauteur.
6.3 Anneaux métalliques coniques, de (800 ± 1) g au total, pour la fixation de l’assemblage de
matériaux (voir Annexe B).
6.4 Dynamomètre permettant de mesurer une force de (3,00 ± 0,05) N.
6) Disponible auprès de Schuett-biotec GmbH, Rudolf-Wissell-Str. 13, D-37079 Göttingen, Allemagne. Cette
information est donnée à l’intention des utilisateurs de la présente Norme internationale et ne signifie nullement
que l’ISO recommande l’emploi exclusif de ce produit.
7 Préparation des boîtes de gélose
Des boîtes de Petri standard, de 9 cm de diamètre, sont utilisées pour la détermination de la
contamination bactérienne sur le donneur (voir 9.7), le contrôle de la concentration de l’inoculum (voir
Article 8) et les contrôles environnementaux (voir 9.7).
Préparer les boîtes de gélose suivantes pour une éprouvette:
— 5 boîtes de Petri, de 14 cm de diamètre, par essai (voir 9.2);
— 1 boîte de Petri, de 14 cm de diamètre, pour le mesurage de la distance entre la gélose et le bord
(voir 9.2.2).
Les boîtes de gélose de 14 cm de diamètre doivent être préparées sur une surface horizontale et
remplies de gélose TGE, préparée selon l’Annexe A, jusqu’à (3,0 ± 0,5) mm du bord en utilisant le mode
opératoire suivant.
NOTE 1 Pour les boîtes de 9 cm de diamètre, il n’est pas nécessaire que la distance entre la gélose et le bord
soit de (3,0 ± 0,5) mm. Un volume normalisé de TGEA peut être utilisé.
NOTE 2 Si plusieurs essais sont effectués au cours d’un cycle, le contrôle de la concentration de l’inoculum et
le mesurage de la distance entre la gélose et le bord ne sont effectués qu’une seule fois et le nombre de boîtes de
Petri peut donc être diminué en conséquence.
La hauteur des boîtes de Petri peut varier d’un fournisseur à l’autre et/ou d’un lot à l’autre. Le volume, ou
la masse, de gélose obtenu(e) dans chaque boîte remplie à la bonne distance du bord doit préalablement
être déterminé(e) en mesurant la hauteur et le diamètre.
+3
Verser la quantité déterminée de gélose TGE dans un flacon en verre approprié et stériliser à (121
)°C pendant 15 min. Des méthodes volumétriques ou gravimétriques doivent être employées pour
verser la gélose dans les boîtes de Petri.
Les flacons contenant la gélose TGE peuvent être conservés au réfrigérateur à (5 ± 3) °C pendant une
période maximale de 3 mois; toutefois, il est préférable d’utiliser de la gélose fraîchement préparée.
Si une gélose TGE non fraîchement préparée est utilisée, la gélose TGE est reliquéfiée en réchauffant les
flacons dans de l’eau bouillante, dans un four à micro-ondes ou par un autre moyen approprié. Éviter
toute surchauffe et retirer directement lorsque le milieu est liquéfié.
Refroidir ensuite la gélose TGE liquide à environ 45 °C et la verser dans les boîtes de Petri; veiller à
éviter les bulles d’air et les irrégularités à la surface. La surface de la gélose solidifiée doit être aussi
plane que possible. En cas de litige, de la gélose fraîchement préparée doit être utilisée.
On laisse ensuite sécher chaque boîte, sans son couvercle, à température ambiante dans un poste de
sécurité microbiologique de classe II pendant 20 min. Aucun fluide visible (condensat) ne doit être
présent à la surface de la gélose. Les boîtes sont fermées et conservées dans le poste de sécurité
microbiologique ou dans un sachet en plastique aseptique fermé, et utilisées dans les (24 ± 4) h qui
suivent.
8 Inoculum bactérien
L’inoculum est préparé selon le mode opératoire suivant:
— la veille de l’essai, 1 ml de la suspension mère contenant 10 spores/ml de Bacillus atrophaeus
ATCC 9372, conservée au réfrigérateur, est dilué avec 9 ml d’éthanol à 96 %. Cette suspension
diluée au 10ème est conservée au réfrigérateur jusqu’au lendemain. Sa concentration est contrôlée
en effectuant un comptage des bactéries viables par des techniques de microbiologie normalisées,
c’est-à-dire une dilution en série de la suspension dans de l’eau peptonée et l’étalement de 100 µl sur
des boîtes de TGEA de 9 cm de diamètre;
— incuber les boîtes à (37 ± 2) °C pendant 16 h à 24 h. Les colonies sur la boîte ne doivent pas confluer;
6 © ISO 2018 – Tous droits réservés

— le jour de l’essai, déterminer la concentration de la suspension de Bacillus atrophaeus diluée au
10ème en évaluant les boîtes incubées. Sur la base de la concentration obtenue, diluer la suspension
3 4
avec de l’eau peptonée afin d’obtenir une concentration finale de 5,0 × 10 à 1,5 × 10 spores par ml.
NOTE Il peut être utile de répéter, sur plusieurs jours consécutifs, la quantification de la suspension diluée
au 10ème.
9 Mode opératoire
9.1 Généralités
Avant de commencer le mode opératoire d’essai, toutes les surfaces du laboratoire doivent être
désinfectées à l’aide d’un sporicide et séchées.
Il convient d’exécuter le mode opératoire dans des conditions d’asepsie. Un poste de sécurité
microbiologique est recommandé pour la préparation des boîtes.
NOTE Une ou deux boîtes de Petri supplémentaires sont nécessaires si des essais sont également effectués
pour obtenir une estimation de la contamination bactérienne sur la partie supérieure de l’éprouvette et/ou de la
charge bactérienne résiduelle sur le donneur (voir Article 7 et Annexe D).
9.2 Préparation des boîtes de gélose de 14 cm de diamètre
9.2.1 Séchage des boîtes
Le jour de l’essai, vérifier les boîtes de gélose de 14 cm de diamètre et vérifier l’absence d’eau sur la
boîte et/ou le couvercle. Si de la condensation est présente, ouvrir les boîtes de gélose de 14 cm de
diamètre devant être utilisées et les laisser sécher dans un poste de sécurité microbiologique jusqu’à
l’évaporation des gouttelettes de condensat. Vérifier l’absence de condensat avant de les refermer.
9.2.2 Détermination de la distance entre la gélose et le bord
Ouvrir une boîte pour contrôler la distance entre la gélose et le bord et déterminer cette distance
en plaçant une lame de rasoir de (0,10 ± 0,01) mm d’épaisseur sur la surface de la gélose et une règle
métallique sur la boîte (voir Figure 1). La distance entre la règle et la lame est mesurée à l’aide d’un pied à
coulisse (voir Figure 1). Mesurer la distance en cinq points sur la surface. La distance moyenne doit être
de (3,0 ± 0,5) mm. La distance doit être déterminée pour chaque lot de boîtes remplies en même temps.
NOTE Avant d’utiliser la lame de rasoir, il est nécessaire d’en émousser les bords tranchants.
Figure 1 — Mesure de la distance entre la gélose et le bord
9.3 Ensemencement du donneur
3 4
La suspension diluée de Bacillus atrophaeus (voir Article 8), ajustée à 5,0 × 10 à 1,5 × 10 spores par ml
avec de l’eau peptonée, est utilisée pour ensemencer le donneur.
Pour manipuler et préparer le matériau donneur, porter des gants stériles. Les gants doivent être
changés après chaque étape des modes opératoires suivants afin d’éviter le transfert de spores
bactériens.
a) Ouvrir de façon aseptique le sachet stérilisé contenant le matériau donneur. Laisser le film du
donneur sur son support en papier et le placer sur le rayon désinfecté (voir Figure 2), côté papier
orienté vers le bas et côté PU devant être enduit de spores orienté vers le haut. À l’aide d’un
marqueur indélébile, marquer la surface d’ensemencement sur le donneur correspondant à la
surface d’une boîte de gélose.
À l’aide d’une micropipette de 1,0 ml, répartir uniformément 1 ml de la suspension de Bacillus
atrophaeus sur cette surface. Étaler l’inoculum à l’aide d’un râteau (5.16). L’étalement ne doit pas
entraîner la formation immédiate d’un film, mais de petites gouttes se forment sur toute la surface
(voir Figure 2).
Immédiatement après l’ensemencement du donneur, l’inoculum restant est placé sur de la glace.
b) Sécher le donneur dans un incubateur à 56 °C pendant environ 30 min jusqu’à ce qu’il soit
entièrement sec, tout en étalant la suspension de Bacillus atrophaeus sur le donneur toutes les 2 min
pour assurer une répartition homogène (voir Figure 2).
NOTE 1 L’ouverture de l’incubateur toutes les 2 min provoquera une légère diminution de la température de
56 °C pendant le séchage. L’intention est d’obtenir une répartition homogène des spores tout en ne dépassant pas
56 °C dans l’incubateur.
NOTE 2 Pour éviter la perte de spores entre les étapes d’étalement (toutes les 2 min), il est possible de ranger
le râteau sur un support, avec la partie du râteau en contact avec les spores vers le haut. Éviter tout contact entre
la partie du râteau en contact avec les spores et toute surface sur laquelle les spores peuvent être perdues (par
exemple le fond d’un bécher).
Le donneur doit être utilisé immédiatement après le séchage.
9.4 Matériau d’essai
Les dimensions de l’éprouvette doivent être de ~25 cm × 25 cm ou d’environ 25 cm de diamètre.
Chaque éprouvette doit être emballée individuellement et stérilisée, par exemple à la vapeur d’eau ou à
l’oxyde d’éthylène, selon les recommandations du fournisseur.
Si des matériaux non stérilisés sont découpés, préparés et soumis à l’essai au laboratoire, il est
nécessaire d’indiquer dans le rapport d’essai si les échantillons ont été stérilisés ou non avant les essais
et, dans l’affirmative, la méthode de stérilisation utilisée.
La face devant être mise en contact avec le donneur ensemencé doit être spécifiée par le fabricant du
matériau. Si cela n’est pas indiqué sur l’étiquette ou dans les instructions d’utilisation (IU), la face de la
casaque devant être soumise à essai doit être la face extérieure de la casaque ou du champ (c’est-à-dire
la face qui n’est pas en contact avec l’utilisateur/le patient).
L’essai est effectué sur cinq éprouvettes, chacune d’elles étant mise cinq fois en contact pendant 15 min
avec une nouvelle boîte de gélose de 14 cm.
+3
NOTE 1 Les matériaux tissés sont souvent stérilisés à (134 ) °C pendant 4 min. Les matériaux non tissés
sont généralement stérilisés à l’oxyde d’éthylène. L’oxyde d’éthylène (ETO) est interdit dans de nombreux pays.
NOTE 2 Il est préférable que l’état à la livraison des matériaux devant être soumis à essai soit des produits
finis et stérilisés.
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9.5 Préparation de l’assemblage d’essai
Des pinces stérilisées (ou un instrument équivalent) sont utilisées pour séparer partiellement le film de
PU du donneur de la feuille de papier au niveau d’un ou de deux bords. Le film de PU étant encore sur le
support en papier, le donneur est placé, face ensemencée vers le bas, sur l’éprouvette de textile. Le film
de PU est fixé manuellement sur le textile en tenant le film par un ou deux bords. Le support en papier
est retiré avec précaution et jeté. Le film couvrant (film de PEHD) est placé sur le film de PU pour finir
l’assemblage d’essai (voir Figure 2).
NOTE Un étalement à l’aide du râteau à intervalles réguliers pendant le séchage à 56 °C permet d’obtenir
une répartition homogène des spores.
a)  Suspension de spores répartie en gouttelettes sur la zone d’ensemencement marquée sur la
feuille du donneur
b)  Feuille de PU séparée partiellement du support en papier au niveau d’un ou deux bords à
l’aide de pinces stérilisées
NOTE Le support en papier sur l’envers du donneur est retiré.
c)  Donneur séché mis en place, la face de PU enduite de spores étant placée contre le textile à
soumettre à essai
Figure 2 — Ensemencement du donneur et préparation de l’assemblage d’essai
9.6 Mode opératoire d’essai
La force de (3,00 ± 0,05) N exercée par le doigt sur les matériaux doit être contrôlée au moins une fois
par jour avant le début des préparations de l’essai et doit être ajustée si nécessaire (voir Figure B.3).
Placer la première boîte de gélose, avec le couvercle, sur le plateau tournant.
Placer l’anneau intérieur des deux anneaux métalliques coniques (voir Figure 3 a) et Figure B.2) sur
la paillasse désinfectée et poser l’objet cylindrique stérile au centre. Placer l’assemblage éprouvette-
donneur-PEHD (voir 9.5, Figure 3b) et Figure 3 c) sur l’objet cylindrique, l’éprouvette étant orientée
vers le bas et la face de PEHD vers le haut. Centrer soigneusement la face marquée dans l’anneau. Placer
l’anneau extérieur sur l’assemblage d’essai, en l’alignant avec l’anneau intérieur, et pousser fermement
l’anneau extérieur vers le bas afin que les trois matériaux soient maintenus ensemble et solidement
fixés entre les deux anneaux [voir Figure 3 d)]. Retirer le couvercle de la boîte de gélose et, avec les
matériaux légèrement relâchés, placer les anneaux sur la boîte de gélose sur le plateau tournant. Les
anneaux en acier doivent pendre librement à l’extérieur du bord de la boîte [voir Figure 3 e)].
NOTE 1 En raison de la présence de l’objet cylindrique relativement plus haut au centre de l’anneau intérieur,
lors de la préparation de l’éprouvette, l’assemblage sera légèrement relâché lorsque les anneaux sont soulevés par
rapport à l’objet cylindrique.
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a)  Anneaux métalliques coniques avec l’objet b)  Éprouvette sur les anneaux métalliques
cylindrique stérile coniques et l’objet cylindrique stérile
c)  Assemblage éprouvette-donneur-PEHD sur d) Assemblage éprouvette-donneur-PEHD fixé
les anneaux métalliques coniques et l’objet entre les deux anneaux
cylindrique stérile
e) Assemblage éprouvette-donneur-HDPE, fixé entre les deux anneaux placés sur la boîte de Petri sur le
plateau tournant et le doigt en acier placé sur l’assemblage d’essai juste à l’intérieur du bord de la boîte
de Petri
Figure 3 — Préparation de l’éprouvette et de l’assemblage de matériaux
Placer le doigt sur l’assemblage d’essai juste à l’intérieur du bord. L’éprouvette doit entrer en contact avec
la surface de la gélose. Commencer l’essai décrit en exerçant une pression du doigt de (3,00 ± 0,05) N,
pendant 15 min.
La vitesse de rotation du plateau tournant doit être de (60 ± 1) r/min. Après 15 min, retirer
immédiatement les anneaux et l’assemblage d’essai et les placer sur la paillasse désinfectée. Retirer
la première boîte de gélose du plateau tournant et la fermer avec le couvercle. Placer immédiatement
la seconde boîte de gélose sur le plateau tournant, placer l’assemblage d’essai sur la boîte de gélose,
appliquer le doigt sur l’assemblage juste à l’intérieur du bord et poursuivre l’essai pendant 15 min.
Répéter le mode opératoire sur le même assemblage d’essai en utilisant au total cinq boîtes de gélose.
Sécher les boîtes de gélose pendant 10 min environ sur une paillasse propre, de préférence sous un
flux d’air laminaire, et les incuber avec leur couvercle pendant 16 h à 24 h à (37 ± 2) °C jusqu’à ce que le
développement bactérien soit suffisant pour permettre un comptage précis, sans que les colonies sur la
boîte ne confluent.
Répéter le mode opératoire sur les quatre autres épro
...