ISO 23611-5:2024
(Main)Soil quality — Sampling of soil invertebrates — Part 5: Sampling and extraction of soil macro-invertebrates
Soil quality — Sampling of soil invertebrates — Part 5: Sampling and extraction of soil macro-invertebrates
This document specifies a method for sampling, extracting and preserving macro-invertebrates from soils, including the litter zone. The sampling and extraction methods in this document are applicable to almost all types of soil, with the exception of soils in extreme climatic conditions (hard, frozen or flooded soils) and matrices other than soil, e.g. tree trunks, plants or lichens.
Qualité du sol — Prélèvement des invertébrés du sol — Partie 5: Prélèvement et extraction des macro-invertébrés du sol
Le présent document spécifie une méthode pour le prélèvement, l’extraction et la conservation des macro-invertébrés du sol, y compris la zone de litière. Les méthodes de prélèvement et d’extraction du présent document sont applicables à la quasi-totalité des sols, à l’exception des sols présents sous des conditions climatiques extrêmes (sols durs, gelés ou inondés) et les matrices autres que le sol, par exemple des troncs d’arbres, des plantes ou des lichens.
General Information
Relations
Standards Content (Sample)
International
Standard
ISO 23611-5
Second edition
Soil quality — Sampling of soil
2024-08
invertebrates —
Part 5:
Sampling and extraction of soil
macro-invertebrates
Qualité du sol — Prélèvement des invertébrés du sol —
Partie 5: Prélèvement et extraction des macro-invertébrés du sol
Reference number
© ISO 2024
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Published in Switzerland
ii
Contents Page
Foreword .iv
Introduction .v
1 Scope . 1
2 Normative references . 1
3 Terms and definitions . 1
4 Principle . 1
5 Reagents . 2
6 Apparatus . 2
7 Field procedure . 3
7.1 General .3
7.2 Collecting macro-invertebrates from the litter zone .3
7.3 Collecting macro-invertebrates from soil .3
7.3.1 General .3
7.3.2 Temperate regions .3
7.3.3 Tropical regions.4
8 Laboratory procedure . 4
8.1 Treatment of collected samples .4
8.2 Preservation of specimens .5
8.3 Biomass determination .5
9 A ssessment of results . 6
10 Test report . 6
Annex A (informative) Background information . 7
Annex B (informative) Sampling soil macro-fauna using pitfall traps . 8
[68]
Annex C (informative) Monitoring example with pitfall traps . 9
Bibliography . 14
iii
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards
bodies (ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out through
ISO technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical committee
has been established has the right to be represented on that committee. International organizations,
governmental and non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work. ISO collaborates closely
with the International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of electrotechnical standardization.
The procedures used to develop this document and those intended for its further maintenance are described
in the ISO/IEC Directives, Part 1. In particular, the different approval criteria needed for the different types
of ISO document should be noted. This document was drafted in accordance with the editorial rules of the
ISO/IEC Directives, Part 2 (see www.iso.org/directives).
ISO draws attention to the possibility that the implementation of this document may involve the use of (a)
patent(s). ISO takes no position concerning the evidence, validity or applicability of any claimed patent
rights in respect thereof. As of the date of publication of this document, ISO had not received notice of (a)
patent(s) which may be required to implement this document. However, implementers are cautioned that
this may not represent the latest information, which may be obtained from the patent database available at
www.iso.org/patents. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights.
Any trade name used in this document is information given for the convenience of users and does not
constitute an endorsement.
For an explanation of the voluntary nature of standards, the meaning of ISO specific terms and expressions
related to conformity assessment, as well as information about ISO's adherence to the World Trade
Organization (WTO) principles in the Technical Barriers to Trade (TBT), see www.iso.org/iso/foreword.html.
This document was prepared by Technical Committee ISO/TC 190, Soil quality, Subcommittee SC 4, Biological
characterization, in collaboration with the European Committee for Standardization (CEN) Technical
Committee CEN/TC 444, Environmental characterization of solid matrices, in accordance with the Agreement
on technical cooperation between ISO and CEN (Vienna Agreement).
This second edition cancels and replaces the first edition (ISO 23611-5:2011), which has been technically
revised.
The main changes are as follows:
— Two informative Annexes were added at the end of the document. Annex B describes the procedures to
be adopted when sampling macro-fauna using pitfall traps and Annex C presents a monitoring example
with pitfall traps.
— The bibliographic references list was revised and updated in the entire document.
A list of all parts in the ISO 23611 series can be found on the ISO website.
Any feedback or questions on this document should be directed to the user’s national standards body. A
complete listing of these bodies can be found at www.iso.org/members.html.
iv
Introduction
This document was prepared in response to a need to standardize sampling and extraction methods for soil
macro-invertebrates globally. These methods are needed for the following purposes:
— biological classification of soils, including soil quality assessment (e.g. References [14], [28] and [37]);
— terrestrial bio-indication and long-term monitoring (e.g. References [65], [74], [75] and [76]).
Data collected using standardized methods can be evaluated more accurately as they allow more reliable
comparison between sites (e.g. polluted vs non-polluted sites, changes in land-use practices).
Soils of the world host an abundance of highly diverse macro-invertebrate communities. Their biology
and ecology have been widely studied. Soil invertebrates are irreplaceable actors of soil formation and
conservation in natural ecosystems. Their relevance to the soil system comes from their abundance and
diversity, and also from their role in key biological processes. They are sensitive indicators of soil quality
and recognized actors of its fertility (e.g. References [58] and [52]). Among the wide diversity of species,
adaptive strategies and size ranges represented, one specific group, also called “soil ecosystem engineers”,
includes large invertebrates that determine the activities of other smaller organisms through the mechanical
activities they produce in soil (e.g. References [18] and [46]).
Soil macro-invertebrates span a wide range of ecological functions in soil: decomposition of organic matter,
through their own activity and by stimulating the soil's microbiological activity (e.g. References [2], [3] and
[36]), predation that plays an important part in food webs (e.g. References [9], [51], [56], [59] and [63]),
soil aggregation by the production of organo-mineral structures (e.g. nests, galleries, casts) that can last
for days, months or years, soil bioturbation (e.g. Reference [28]), etc. These characteristics, coupled with
in-depth taxonomic knowledge, have enabled their use as study organisms in several research programmes
dealing with the impacts of forest practices (e.g. References [11], [36], [47], [57], [60] and [70]) or crop
management practices (e.g. References [8], [19], [27], [29], [30], [33], [38], [55] and [62]). These features
make them suitable organisms for use as bio-indicators of changes in soil quality, especially with respect to
land-use practices and pollution (e.g. References [21], [35], [45], [48], [49], [54], [60] and [74]).
The method proposed in this document covers the sampling of all soil macro-invertebrates. However, the
sampling of earthworms is already covered in ISO 23611-1. This alternative sampling method for earthworms
is described in ISO 23611-1:2018, Annex C.
The method proposed in this document is a prerequisite for using macro-invertebrates as bio-indicators
(e.g. to assess the quality of a soil as a habitat for organisms). The main premise of this method is rapid
assessment (completing the sampling of a plot in one or two days with only basic equipment and a small
number of field assistants) in order to be able to address all the taxonomic groups of soil macro-invertebrates
at the same time and in the same place. The Tropical Soil Biology and Fertility (TSBF) method has evolved
and some modifications have been introduced in order to use it in temperate regions.
A sampling design is specified in ISO 23611-6.
NOTE The method specified in this document is based on guidelines developed under the Tropical Soil Biology
[1]
and Fertility Program (TSBF method).
v
International Standard ISO 23611-5:2024(en)
Soil quality — Sampling of soil invertebrates —
Part 5:
Sampling and extraction of soil macro-invertebrates
1 Scope
This document specifies a method for sampling, extracting and preserving macro-invertebrates from soils,
including the litter zone.
The sampling and extraction methods in this document are applicable to almost all types of soil, with the
exception of soils in extreme climatic conditions (hard, frozen or flooded soils) and matrices other than soil,
e.g. tree trunks, plants or lichens.
2 Normative references
There are no normative references in this document.
3 Terms and definitions
For the purposes of this document, the following terms and definitions apply.
ISO and IEC maintain terminology databases for use in standardization at the following addresses:
— ISO Online browsing platform: available at https:// www .iso .org/ obp
— IEC Electropedia: available at https:// www .electropedia .org/
3.1
macro-invertebrate
soil organism whose longest dimension is greater than 10 mm
EXAMPLE These include especially the following groups: Oligochaeta, Gastropoda, Chilopoda, Diplopoda, Isopoda,
Arachnida, plus various insects: Coleoptera, Orthoptera, Hymenoptera, Hemiptera, Dermaptera, Lepidoptera (larvae)
and Diptera (larvae).
Note 1 to entry: See Annex A for further details.
3.2
blotted mass
mass of individuals after preservation in formalin or ethanol (when the substance used for preservation has
been absorbed by the tissues)
4 Principle
Soil macro-invertebrates are collected in the field using a metallic frame to delimit the soil surface of the
sampling point. Macro-invertebrates present in litter and soil are picked up separately. In temperate regions,
a reagent is used to extract macro-invertebrates from soil. The sampling is completed by hand-sorting.
Animals are preserved and transported to the laboratory for further identification (e.g. References [4], [5],
[6], [7], [10], [12], [13], [16], [17], [22], [24], [25], [26], [31], [32], [34], [42], [43], [44], [50], [53], [64], [66],
[67], [71], [72], [73] and [77]). Abundance values are usually recalculated relative to area (1 m ).
5 Reagents
5.1 Ethanol, (70 % volume fraction).
5.2 Formalin (formaldehyde solution), 4 % (volume fraction).
Both 70 % ethanol and 4 % formalin should be available for the preservation of specimens (4 % formalin is
more suitable for taxa with soft body parts, which can be transferred to ethanol after about 4 d fixation).
5.3 Formalin, 0,2 % (volume fraction), prepared by diluting 25 ml of formalin (39 %) in 5 l of water, for
soil macro-invertebrate extraction.
6 Apparatus
Use standard laboratory equipment and the following.
6.1 Petri dishes.
6.2 Stereo-microscope.
6.3 Plastic vials.
6.4 Entomological forceps.
6.5 Pencil, notebook, water-resistant marker, labels.
6.6 Tape measures.
6.7 Knife (cut glass).
6.8 Spade.
6.9 Plastic-weave produce sacks, for spreading on the ground.
6.10 Precision balance.
6.11 Large flat plastic trays (500 mm × 400 mm × 100 mm), for sorting the soil and litter.
6.12 Trowel.
6.13 Small plastic trays.
6.14 Fine forceps (or entomological forceps), pipette, fine paint brushes.
6.15 Sample vials, in various sizes with secure alcohol-tight caps (plastic throw away or plastic/glass
reusable vials).
6.16 Indian-ink pen (waterproof).
6.17 Stiff card for labels, ranging compass.
6.18 Large strong plastic bags (sealable).
6.19 Table and plastic chairs, for sorting.
6.20 Cover, for protection from heavy rain.
6.21 Chemical protection gloves, suitable for working with formalin.
6.22 Metallic frame, preferably 250 mm × 250 mm.
Sample frame (250 mm × 250 mm × 50 mm) made of stainless steel and with sharpened edges to delimit the
sampling point where animals are sampled from the litter layer and soil.
6.23 Watering can.
6.24 Pair of scissors, to cut vegetation inside the frame.
6.25 Field balances.
7 Field procedure
7.1 General
Sampling should take place when accessible biodiversity is thought to be largest. In temperate regions, it
corresponds to spring or autumn; and in the tropics, it should take place towards the end of the rainy season.
When sampling soil invertebrates, the site should be physico-chemically characterized. In particular, pH,
particle size distribution, C/N ratio, organic carbon content and water-holding capacity should be measured
using ISO 10390, ISO 10694, ISO 11274, ISO 11277, ISO 11461, ISO 11465. Natural minerals present in the site
soil should also be described.
7.2 Collecting macro-invertebrates from the litter zone
At each sampling point (= monolith) (previously defined according to sampling design rules), a litter sample
is collected using a metallic frame (6.22). The metallic frame is pressed into the litter by hand. The litter
inside the frame is removed and checked manually in the field using a large tray (6.11). Litter invertebrates
are preserved in 4 % formalin (5.2).
7.3 Collecting macro-invertebrates from soil
7.3.1 General
In temperate countries, the extraction of soil macro-invertebrates is carried out in two steps (see 7.3.2.1
and 7.3.2.2), while in tropical countries only the second step shall be performed (see 7.3.3). In both cases,
extraction of macro-invertebrates may be complemented by the use of pitfall traps (see Annexes B and C for
further details).
7.3.2 Temperate regions
7.3.2.1 Formalin extraction
The soil surface delimited by the metallic frame (6.22) is sprayed with 0,2 % formalin (5.3) using a watering
can (6.23). Two applications of 1,5 l of formalin are performed at intervals of about 10 min. Soil invertebrates
coming up to the surface are collected and preserved in vials (6.3) containing formalin (5.2).
7.3.2.2 Hand-sorting of “passive” macro-invertebrates
At the end of the formalin extraction, the metallic frame (6.22) is removed and the upper 150 mm of soil is
excavated within the frame area (250 mm × 250 mm). The excavated soil is placed in a plastic bag (6.18) that
can be closed with a cover to prevent animals from escaping from the soil sample.
Appropriate sub-samples of soil are taken from the container and spread on a large tray (6.11). Macro-
invertebrates are collected and preserved in vials (6.3) with formalin (5.2). When hand-sorting is finished,
the excavated soil is replaced to avoid creating holes on the sampling site.
7.3.3 Tropical regions
In tropical countries, soil macro-invertebrates are sampled using a 250 mm × 250 mm × 300 mm deep soil
monolith. The monolith is isolated by cutting with a spade (6.8) a few centimetres outside the quadrate
(metallic frame) and then digging a 20 mm wide by 300 mm deep trench around it. This facilitates cutting of
the sample into horizontal strata and collecting animals escaping from the block.
The delimited block is divided into three layers, 0 mm to 100 mm, 100 mm to 200 mm and 200 mm
to 300 mm; and the soil and litter material is hand-sorted in trays (6.11). Since formalin is not applied in
tropical regions, the sampling depth should be doubled in order to be sure to collect endogeic and anecic
species of earthworms.
For social insects, special measures should be considered that take account of their high abundance and
marked patchiness; a nest can contain millions of individuals, of which none are sampled by a short transect,
and the contribution of the species concerned to a macrofaunal assemblage can thus be completely missed.
On the other hand, a highly populated nest sampled directly by a monolith can lead to a large overestimation
of the overall numerical or biomass density. In general, the TSBF transect should be placed to avoid direct
contact with termite and ant nests. For discussions, see References [35] and [36]. The protocol for a
100 m × 2 m transect designed to assess termite biodiversity (and feeding group representation) is given
in Reference [48]. In suitable circumstances, this protocol can also be deployed in parallel with the TSBF
transect.
NOTE Besides the general characterization of the site, it is useful to determine the actual moisture of the soil to be
sampled.
8 Laboratory procedure
8.1 Treatment of collected samples
In the laboratory, samples are cleaned with either distilled or tap water in a Petri dish with the help of a
brush or placing the organisms on a 0,5 mm to 1 mm sieve under the tap. Afterwards, the animals are placed
in new vials (6.15) with ethanol (70 % volume fraction) (5.1). Organisms with soft body parts are kept in
formalin for at least 4 d, or forever if possible.
For taxonomic identification, specimens are placed on petri dishes (6.1) and observed under the stereo-
microscope (6.2). A practical way to identify macro-invertebrates is to group them into orders first. Each
order is then identified into families and each family into species using taxonomy keys (examples of
taxonomy keys are the References [4], [5], [6], [7], [10], [12], [13], [17], [22], [24], [25], [26], [31], [32], [34],
[42], [43], [44], [53], [66], [67], [72], [73] and [77]).
Ideally, taxonomic determination should be based on the species level. If identification of species levels
fails due to time constraints, taxonomic expertise or missing taxonomic keys, e.g. mainly in tropical
regions, sorting to genus (and some higher taxonomic units) represents a good compromise between the
morphospecies and ordinal level approaches, especially as this allows most specimens to be assigned to a
functional group.
WARNING — Appropriate precautions (i.e. gloves, mask) should be taken when dealing with formalin
to avoid danger from inhalation or skin exposure. According to the Material Safety Data Sheet for
formaldehyde 37 % solution published by producing companies, the compound is a skin sensitizer
and is considered to be carcinogenic (humans: limited evidence; animals: sufficient evidence). It is
legally notified in industrialized countries for scientific use.
8.2 Preservation of specimens
From any mixed soil sample of macrofauna, the following steps should be followed in order to obtain
standardized preserved specimens.
a) If the animal has no soft body parts, the organisms should be preserved in 70 % ethanol (commercial
ethanol should be diluted).
b) If the animal has soft body parts, the organism should be fixed in 4 % formalin and should, if possible, be
preserved in the same solution. Alternatively, 80 % ethanol may be used (if the organism has been fixed
during at least 4 d with 4 % formalin).
c) In all cases, samples should be stored separately in different vials, according to the smallest unit of
analysis (i.e. a monolith if the data are compared at that level).
d) Every vial should be labelled without using code numbers and should at least be written using
permanent ink, like Indian or Chinese ink, and using sturdy paper like goatskin parchment. Every label
should contain the following information:
— country;
— region;
— locality;
— collector’s name;
— date of collection.
e) For storing specimens:
— use vials (or glass tubes) that are not degraded by the ethanol or formalin, with screw caps;
— monitor levels of ethanol and formalin in order to keep them constant;
— store vials away from direct sunlight;
— change the preserving solution of each vial once every five years.
8.3 Biomass determination
Determination of biomass is performed using the preserved material. The animal's surface should be gently
dried with filter paper, then weighed using a precision balance (0,001 g).
It is virtually impossible to keep invertebrates alive after their capture in order to measure fresh masses.
In most cases, invertebrates are conserved in 70 % (volume fraction) ethanol or 4 % (volume fraction)
formalin. The latter is recommended for earthworms that should at least be fixed in formalin before being
kept in 70 % ethanol. Preservation always involves a decrease in mass, as body water is extracted by osmotic
forces. The amount lost can vary between 15 % and 40 %, depending on the water content of the animal and
its physiological state. Since most studies only aim to compare different sites and/or situations, mass loss is
not likely to distort the result. If accurate fresh mass data are necessary, it is easy to keep an aliquot of each
group and compare the mass, alive and fixed, a few days after fixation.
9 Assessment of r esults
The following measurement end points can be used for the bioclassification of a soil, including bio-indication
or biomonitoring (e.g. anthropogenic stress-like chemicals or land-use changes):
— abundance (number of individuals per area);
— biomass;
— number of species or other taxonomically or ecologically defined groups;
— diversity indices (alpha, beta and gamma diversity).
Firstly, the number of individuals (total number by species or group) is counted and expressed as individuals
per sample. Secondly, the total abundance of individuals is multiplied by a factor (16) to obtain the number
of individuals per square metre.
Fresh mass measured in the field is the ideal way to calculate biomass. Failing this, the use of blotted mass,
after preservation, is acceptable. Other methods are reported in the literature, for example fresh mass
after blotting, dry mass at 60 °C overnight, drying to constant mass at higher temperatures, degutted fresh
mass, degutted dry mass, fresh mass multiplied by a constant (for assumed water content) and head width
(referenced to a calibration curve). However, these have less biological meaning than fresh mass.
10 Test report
The test report shall include at least the following information:
a) a reference to this document, i.e. ISO 23611-5:2024;
b) a full description of the study design and procedures;
c) characterization of the study site (especially soil properties);
d) sampling method;
e) description of the sampling conditions, including date and duration and time of the day of sampling in
the field and weather parameters like air temperature and humidity, rain or snow, etc.;
f) details of the extraction procedure of the biological material;
g) values recalculated to 1 m or another standard size, if necessary;
h) a summary of the results obtained;
i) a discussion of the results;
j) all information, including all measured raw data and all problems which have occurred or developed
during all phases of the study.
Annex A
(informative)
Background information
Soil macro-invertebrates can also be defined as organisms belonging to taxa of which over 90 % of
specimens are visible to the naked eye. Soil macro-invertebrates comprise the following groups: Oligochaeta
(Annelida), Gastropoda (snails and slugs), Coleoptera (larvae and adults), Isoptera, Diplopoda, Chilopoda,
Hymenoptera, Arachnida, Dyctioptera, Orthoptera, Hemiptera, Dermaptera, Isopoda, Lepidoptera (larvae)
and Diptera (larvae). It specifically excludes groups with a relatively small number of specimens visible
to the naked eye such as Nematoda (e.g. Mermithidae), Enchytraeidae, Collembola, Acarina, Symphyla,
Pauropoda and Diplura. Core taxonomic units should be adopted as standard units for macrofaunal sampling.
The choice of 17 main taxa was made during the IBOY Workshop using the MDB (Macrofauna Data Base)
containing information about 32 countries and almost 1 000 sampled sites. The 17 taxa, Oligochaeta (order
Opisthopora), Coleoptera (larvae and adults), Isoptera, Diplopoda, Chilopoda, Formicidae, Gastropoda,
Aranaea, Blattoidea, Orthoptera, Dermaptera, Isopoda, Hemiptera, Lepidoptera larvae, Diptera (larvae and
adults) and residues (insects and non-insects), correspond to the most important soil macro-invertebrates
in terms of abundance and biomass.
The choice of a 250 mm × 250 mm × 300 mm monolith size is based on extensive, although largely empirical,
experience. First used by Zajonc (1956), it has been proposed as a standard for the Tropical Soil Biology and
[1][54]
Fertility Program. This monolith size is the same for both tropical and temperate soils. The aim was to
propose a method that was not excessively time-consuming, but which can provide an accurate assessment
of the composition and structure of soil macro-invertebrate communities. The method has been extremely
successful and has become a standard used in several hundred sites. Although studies aimed at specific
groups, especially termites, earthworms or ants, prefer different sample sizes, the size proposed represents
a very good compromise that allows a reasonable number of replicates to be made and the representation of
most orders in one single sample. Larger samples are excessively time-consuming and do not allow enough
replicates to be made. In most cases, a group of four well-trained persons can sort out
...
Norme
internationale
ISO 23611-5
Deuxième édition
Qualité du sol — Prélèvement des
2024-08
invertébrés du sol —
Partie 5:
Prélèvement et extraction des
macro-invertébrés du sol
Soil quality — Sampling of soil invertebrates —
Part 5: Sampling and extraction of soil macro-invertebrates
Numéro de référence
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CH-1214 Vernier, Genève
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Web: www.iso.org
Publié en Suisse
ii
Sommaire Page
Avant-propos .iv
Introduction .v
1 Domaine d’application . 1
2 Références normatives . 1
3 Termes et définitions . 1
4 Principe. 1
5 Réactifs . 2
6 Appareillage . 2
7 Mode opératoire sur le terrain . 3
7.1 Généralités .3
7.2 Collecte des macro-invertébrés de la litière .3
7.3 Collecte des macro-invertébrés du sol .3
7.3.1 Généralités .3
7.3.2 Régions tempérées .4
7.3.3 Régions tropicales .4
8 Mode opératoire au laboratoire . 4
8.1 Traitement des échantillons collectés .4
8.2 Conservation des spécimens .5
8.3 Détermination de la biomasse .6
9 Évaluation des résultats . 6
10 Rapport d’essai . 6
Annexe A (informative) Informations de contexte. 8
Annexe B (informative) Échantillonnage de la macrofaune du sol à l’aide de pièges à fosses . 9
[68]
Annexe C (informative) Exemple de surveillance au moyen de pièges à fosses .11
Bibliographie . 17
iii
Avant-propos
L’ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d’organismes nationaux
de normalisation (comités membres de l’ISO). L’élaboration des Normes internationales est en général
confiée aux comités techniques de l’ISO. Chaque comité membre intéressé par une étude a le droit de faire
partie du comité technique créé à cet effet. Les organisations internationales, gouvernementales et non
gouvernementales, en liaison avec l’ISO participent également aux travaux. L’ISO collabore étroitement avec
la Commission électrotechnique internationale (IEC) en ce qui concerne la normalisation électrotechnique.
Les procédures utilisées pour élaborer le présent document et celles destinées à sa mise à jour sont
décrites dans les Directives ISO/IEC, Partie 1. Il convient, en particulier, de prendre note des différents
critères d’approbation requis pour les différents types de documents ISO. Le présent document
a été rédigé conformément aux règles de rédaction données dans les Directives ISO/IEC, Partie 2
(voir www.iso.org/directives).
L’ISO attire l’attention sur le fait que la mise en application du présent document peut entraîner l’utilisation
d’un ou de plusieurs brevets. L’ISO ne prend pas position quant à la preuve, à la validité et à l’applicabilité de tout
droit de propriété revendiqué à cet égard. À la date de publication du présent document, l’ISO n’avait pas reçu
notification qu’un ou plusieurs brevets pouvaient être nécessaires à sa mise en application. Toutefois, il y a lieu
d’avertir les responsables de la mise en application du présent document que des informations plus récentes
sont susceptibles de figurer dans la base de données de brevets, disponible à l’adresse www.iso.org/patents.
L’ISO ne saurait être tenue pour responsable de ne pas avoir identifié de tels droits de brevet.
Les appellations commerciales éventuellement mentionnées dans le présent document sont données pour
information, par souci de commodité, à l’intention des utilisateurs et ne sauraient constituer un engagement.
Pour une explication de la nature volontaire des normes, la signification des termes et expressions
spécifiques de l’ISO liés à l’évaluation de la conformité, ou pour toute information au sujet de l’adhésion de
l’ISO aux principes de l’Organisation mondiale du commerce (OMC) concernant les obstacles techniques au
commerce (OTC), voir www.iso.org/avant-propos.
Le présent document a été élaboré par le comité technique ISO/TC 190, Qualité du sol, sous-comité SC 4,
Caractérisation biologique, en collaboration avec le comité technique CEN/TC 444, Méthodes d’essai pour
la caractérisation environnementale des matrices solides, du Comité européen de normalisation (CEN),
conformément à l’Accord de coopération technique entre l’ISO et le CEN (Accord de Vienne).
Cette deuxième édition annule et remplace la première édition (ISO 23611-5:2011), qui a fait l’objet d’une
révision technique.
Les principales modifications sont les suivantes:
— deux annexes informatives ont été ajoutées à la fin du document. L’Annexe B décrit les modes opératoires
à adopter pour l’échantillonnage de la macrofaune à l’aide de pièges à fosses et l’Annexe C présente un
exemple de surveillance au moyen de pièges à fosses;
— la liste des références bibliographiques a été révisée et mise à jour dans la totalité du document.
Une liste de toutes les parties de la série ISO 23611 se trouve sur le site Web de l’ISO.
Il convient que l’utilisateur adresse tout retour d’information ou toute question concernant le présent
document à l’organisme national de normalisation de son pays. Une liste exhaustive desdits organismes se
trouve à l’adresse www.iso.org/fr/members.html.
iv
Introduction
Le présent document a été élaboré en raison de la nécessité de normaliser les méthodes de prélèvement
et d’extraction des macro-invertébrés du sol à l’échelle mondiale. Ces méthodes sont nécessaires pour les
applications suivantes:
— la classification biologique des sols, y compris l’évaluation de la qualité des sols (références [14], [28]
et [37], par exemple);
— la bio-indication terrestre et la surveillance à long terme (références [65], [74], [75] et [76], par exemple).
Les données obtenues à l’aide de méthodes normalisées permettent des évaluations plus précises et donc
une comparaison plus fiable entre différents sites (par exemple des sites pollués face à des sites non pollués,
modifications des pratiques d’exploitation du sol).
Les sols du monde entier abritent des communautés de macro-invertébrés abondantes et très diversifiées,
dont la biologie et l’écologie ont été largement étudiées. Les invertébrés du sol sont en effet des acteurs
irremplaçables de la formation et de la conservation des sols dans les écosystèmes naturels. Leur importance
pour le sol est due à leur grande abondance et à leur grande diversité, mais aussi au rôle qu’ils jouent dans les
principaux processus biologiques. Ils constituent des indicateurs sensibles de la qualité des sols et sont des
acteurs reconnus de leur fertilité (références [58] et [52], par exemple). Parmi la grande variété d’espèces,
de stratégies adaptatives et d’échelles de taille, un groupe spécifique, dont les membres sont également
appelés «ingénieurs de l’écosystème sol», inclut de grands invertébrés qui déterminent les activités d’autres
organismes plus petits du fait des activités mécaniques qu’ils réalisent dans le sol (références [18] et [46],
par exemple).
Les macro-invertébrés du sol couvrent une large gamme de fonctions écologiques dans le sol: la décomposition
de la matière organique, par leur activité propre et par la stimulation de l’activité microbiologique du sol
(références [2], [3] et [36], par exemple), la prédation qui joue un rôle important dans les réseaux trophiques
(références [9], [51], [56], [59] et [63], par exemple), l’agrégation du sol, par la production de structures
organominérales (par exemple nids, galeries, turricules) qui peuvent persister pendant des jours, des mois
ou des années, la bioturbation du sol (référence [28], par exemple), etc. Ces caractéristiques, ajoutées à la
bonne connaissance de leur taxinomie, ont permis leur utilisation en tant qu’organismes d’étude au sein de
plusieurs programmes de recherche traitant des impacts de l’exploitation forestière (références [11], [36],
[47], [57], [60] et [70], par exemple) ou des pratiques de gestion des cultures (références [8], [19], [27], [29],
[30], [33], [38], [55] et [62], par exemple). Ces caractéristiques en font des organismes pertinents pour être
utilisés comme bio-indicateurs afin de mesurer des changements de la qualité du sol, en particulier en raison
des pratiques d’exploitation du sol et de la pollution (références [21], [35], [45], [48], [49], [54], [60] et [74],
par exemple).
La méthode proposée dans le présent document couvre le prélèvement de tous les macro-invertébrés du sol.
Toutefois, le prélèvement des vers de terre est déjà traité dans l’ISO 23611-1. Cette méthode alternative de
prélèvement des vers de terre est décrite dans l’ISO 23611-1:2018, Annexe C.
La méthode proposée dans le présent document est un prérequis à l’utilisation des macro-invertébrés en tant
que bio-indicateurs (par exemple pour évaluer la qualité d’un sol en tant qu’habitat pour les organismes). Les
principes majeurs de cette méthode consistent à avoir une évaluation rapide (réaliser l’échantillonnage d’une
zone en un ou deux jours avec un équipement de base et avec un nombre réduit d’assistants de terrain), pour
être capable de traiter tous les groupes taxonomiques de macro-invertébrés du sol en même temps et au
même endroit. La méthode TSBF (biologie et fertilité des sols tropicaux) a évolué et quelques modifications
ont été introduites afin de l’utiliser dans des régions tempérées.
Une conception d’échantillonnage est spécifiée dans l’ISO 23611-6.
NOTE La méthode spécifiée dans le présent document repose sur les lignes directrices qui ont été développées
[1]
dans le cadre du programme de biologie et de fertilité des sols tropicaux (méthode TSBF) .
v
Norme internationale ISO 23611-5:2024(fr)
Qualité du sol — Prélèvement des invertébrés du sol —
Partie 5:
Prélèvement et extraction des macro-invertébrés du sol
1 Domaine d’application
Le présent document spécifie une méthode pour le prélèvement, l’extraction et la conservation des macro-
invertébrés du sol, y compris la zone de litière.
Les méthodes de prélèvement et d’extraction du présent document sont applicables à la quasi-totalité des
sols, à l’exception des sols présents sous des conditions climatiques extrêmes (sols durs, gelés ou inondés) et
les matrices autres que le sol, par exemple des troncs d’arbres, des plantes ou des lichens.
2 Références normatives
Le présent document ne contient aucune référence normative.
3 Termes et définitions
Pour les besoins du présent document, les termes et définitions suivants s’appliquent.
L’ISO et l’IEC tiennent à jour des bases de données terminologiques destinées à être utilisées en normalisation,
consultables aux adresses suivantes:
— ISO Online browsing platform: disponible à l’adresse https:// www .iso .org/ obp
— IEC Electropedia: disponible à l’adresse https:// www .electropedia .org/
3.1
macro-invertébré
organisme du sol d’une taille moyenne supérieure à 10 mm
EXEMPLE Ce sont notamment les groupes suivants: les Oligochètes, les Gastéropodes, les Chilopodes,
les Diplopodes, les Isopodes, les Arachnides, plus divers insectes: les Coléoptères, les Orthoptères, les Hyménoptères,
les Hémiptères, les Dermaptères, les Lépidoptères (larves) et les Diptères (larves).
Note 1 à l'article: Voir l’Annexe A pour de plus amples détails.
3.2
masse imprégnée
masse des individus après conservation dans le formol ou l’éthanol (lorsque la substance utilisée pour la
conservation a été absorbée par les tissus)
4 Principe
Les macro-invertébrés du sol sont collectés sur le terrain au moyen d’un cadre métallique pour délimiter
la surface de sol du point d’échantillonnage. Les macro-invertébrés de la litière et du sol sont prélevés
séparément. Dans les régions tempérées, un réactif est utilisé pour extraire les macro-invertébrés du sol.
L’échantillonnage est complété par tri manuel. Les animaux sont conservés et transportés au laboratoire en
vue de leur identification (références [4], [5], [6], [7], [10], [12], [13], [16], [17], [22], [24], [25], [26], [31], [32],
[34], [42], [43], [44], [50], [53], [64], [66], [67], [71], [72], [73] et [77], par exemple). Les valeurs d’abondance
sont généralement recalculées et rapportées à une surface (1 m ).
5 Réactifs
5.1 Éthanol, 70 % (fraction volumique).
5.2 Formol (solution de formaldéhyde), 4 % (fraction volumique).
Il convient de disposer à la fois d’éthanol à 70 % et de formol à 4 % pour la conservation des spécimens (le
formol à 4 % est plus approprié pour les taxons dont le corps comporte des parties molles, qui peuvent être
transférés dans l’éthanol après 4 jours de fixation).
5.3 Formol, 0,2 % (fraction volumique), préparé en diluant 25 ml de formol (39 %) dans 5 l d’eau, pour
l’extraction des macro-invertébrés du sol.
6 Appareillage
Utiliser du matériel courant de laboratoire ainsi que ce qui suit.
6.1 Boîtes de Petri.
6.2 Stéréomicroscope.
6.3 Flacons en plastique.
6.4 Pinces entomologiques.
6.5 Crayon, carnet de notes, marqueur indélébile, étiquettes.
6.6 Mètres rubans.
6.7 Couteau (verre taillé).
6.8 Bêche.
6.9 Sacs en plastique tissé (pour poser sur le sol).
6.10 Balance de précision.
6.11 Plateaux plats larges en plastique (500 mm × 400 mm × 100 mm), pour trier le sol et la litière.
6.12 Tarière.
6.13 Petits plateaux en plastique.
6.14 Pinces fines (ou pinces entomologiques), pipette, pinceaux fins.
6.15 Flacons d’échantillonnage, de différentes dimensions, munis de couvercles hermétiques étanches à
l’alcool (flacons jetables en plastique ou flacons réutilisables en plastique/verre).
6.16 Stylo à encre de Chine (résistante à l’eau).
6.17 Carton rigide pour étiquettes, boussole.
6.18 Grands sacs en plastique épais (scellables).
6.19 Table et chaises en plastique, pour le tri.
6.20 Bâche, pour abriter de la pluie battante.
6.21 Gants de protection chimique, adaptés pour travailler avec du formol.
6.22 Cadre métallique, de préférence de 250 mm × 250 mm.
Cadre de prélèvement (250 mm × 250 mm × 50 mm), en acier inoxydable et présentant des bords tranchants
pour délimiter le point d’échantillonnage où les animaux sont prélevés dans la couche de litière et dans le sol.
6.23 Arrosoir.
6.24 Paire de ciseaux, pour couper la végétation à l’intérieur du cadre.
6.25 Balances de terrain.
7 Mode opératoire sur le terrain
7.1 Généralités
Il convient de réaliser le prélèvement au moment où la biodiversité est supposée être la plus large. Dans les
régions tempérées, cela correspond au printemps ou à l’automne; dans les régions tropicales, il convient que
le prélèvement soit effectué vers la fin de la saison des pluies.
Lors du prélèvement des invertébrés du sol, il est recommandé de déterminer les caractéristiques physico-
chimiques du site. Il convient de mesurer notamment le pH, la répartition granulométrique, le rapport
C/N, la teneur en carbone organique et la capacité de rétention d’eau en utilisant l’ISO 10390, l’ISO 10694,
l’ISO 11274, l’ISO 11277, l’ISO 11461 et l’ISO 11465. Il convient également de décrire les minéraux naturels
présents dans le sol du site.
7.2 Collecte des macro-invertébrés de la litière
À chaque point d’échantillonnage (= monolithe) (préalablement défini selon les règles de conception de
l’échantillonnage), un échantillon de litière est prélevé en utilisant un cadre métallique (6.22). Le cadre
métallique est enfoncé manuellement dans la litière. La litière à l’intérieur du cadre est retirée et contrôlée à
la main sur le terrain en utilisant un plateau large (6.11). Les invertébrés de la litière sont conservés dans le
formol à 4 % (5.2).
7.3 Collecte des macro-invertébrés du sol
7.3.1 Généralités
Dans les pays tempérés, l’extraction des macro-invertébrés du sol est réalisée en deux étapes (voir 7.3.2.1
et 7.3.2.2), tandis que dans les pays tropicaux, seule la seconde étape doit être exécutée (voir 7.3.3). Dans les
deux cas, l’extraction des macro-invertébrés peut être complétée par l’utilisation de pièges à fosses (voir les
Annexes B et C pour plus de détails).
7.3.2 Régions tempérées
7.3.2.1 Extraction au formol
La surface du sol délimitée par le cadre métallique (6.22) est arrosée de formol à 0,2 % (5.3) au moyen d’un
arrosoir (6.23). Deux applications de 1,5 l de formol espacées d’environ 10 min sont réalisées. Les invertébrés
du sol remontant à la surface sont ramassés et conservés dans des flacons (6.3) contenant du formol (5.2).
7.3.2.2 Tri manuel des macro-invertébrés «passifs »
À la fin de l’extraction au formol, le cadre métallique (6.22) est retiré et la couche correspondant aux 150 mm
supérieurs du sol est creusée à l’intérieur de la surface du cadre (250 mm × 250 mm). Le sol creusé est
placé dans un sac en plastique (6.18) qui peut être fermé par un couvercle pour empêcher les animaux de
s’échapper de l’échantillon de sol.
Des sous-échantillons de sol appropriés sont prélevés dans le sac et étalés sur un plateau large (6.11). Les
macro-invertébrés sont prélevés et conservés dans des flacons (6.3) contenant du formol (5.2). Après avoir
procédé au tri manuel des macro-invertébrés, le sol creusé est remis en place pour reboucher les trous du
site d’échantillonnage.
7.3.3 Régions tropicales
Dans les pays tropicaux, les macro-invertébrés du sol sont échantillonnés en utilisant un monolithe de sol
de 250 mm × 250 mm sur 300 mm de profondeur. Le monolithe est isolé en creusant le sol de quelques
centimètres à l’extérieur du carré (cadre métallique) au moyen d’une bêche (6.8), puis en creusant une
tranchée de 20 mm de largeur sur 300 mm de profondeur autour du carré. Cela facilite le découpage de
l’échantillon en strates horizontales et la collecte des animaux s’échappant du bloc.
Le bloc délimité est divisé en trois couches, 0 mm à 100 mm, 100 mm à 200 mm et 200 mm à 300 mm,
et le sol avec de la litière est trié manuellement dans des plateaux (6.11). Étant donné que le formol n’est
pas utilisé dans les régions tropicales, il convient de doubler la profondeur du prélèvement afin d’assurer le
prélèvement des espèces de vers endogés et anéciques.
Pour les insectes sociaux, il convient d’envisager des mesures spéciales qui prennent en compte leur
grande abondance et leur dispersion inégale marquée; un nid peut contenir des millions d’individus dont
il est possible qu’aucun ne soit prélevé par un transect court et la contribution de l’espèce concernée à
un assemblage de macrofaune peut ainsi être totalement perdue. À l’inverse, un nid fortement peuplé
directement prélevé par un monolithe peut produire une importante surestimation de la densité numérique
totale ou de la densité de la biomasse. De manière générale, il convient que le transect TSBF soit placé de
manière à éviter un contact direct avec des nids de termites ou de fourmis. Pour plus d’informations, voir les
références [35] et [36]. Le protocole pour un transect de 100 m × 2 m conçu pour évaluer la biodiversité
des termites (et la représentation du groupe trophique) est donné dans la référence [48]. Lorsque les
circonstances s’y prêtent, ce protocole peut également être déployé en parallèle avec le transect TSBF.
NOTE Outre la caractérisation générale du site, il est utile de déterminer l’humidité réelle du sol à échantillonner.
8 Mode opératoire au laboratoire
8.1 Traitement des échantillons collectés
Au laboratoire, les échantillons sont nettoyés avec de l’eau distillée ou de l’eau du robinet dans une boîte de
Petri à l’aide d’un pinceau, ou en plaçant les organismes sur un tamis de 0,5 mm à 1 mm sous le robinet. Les
animaux sont ensuite placés dans de nouveaux flacons (6.15) avec de l’éthanol (70 %, fraction volumique)
(5.1). Les organismes dont le corps comporte des parties molles sont conservés dans le formol au moins
pendant 4 jours, ou à demeure si possible.
Pour l’identification taxonomique, les spécimens sont placés sur des boîtes de Petri (6.1) et observés
au stéréomicroscope (6.2). Une méthode pratique d’identification des macro-invertébrés consiste à les
regrouper d’abord par ordres. Les familles sont ensuite identifiées dans chaque ordre, puis les espèces dans
chaque famille, en utilisant des clés taxonomiques (des exemples de clés taxonomiques sont les références [4],
[5], [6], [7], [10], [12], [13], [17], [22], [24], [25], [26], [31], [32], [34], [42], [43], [44], [53], [66], [67], [72], [73]
et [77]).
Il convient, dans l’idéal, de procéder à la détermination taxonomique des espèces. Si l’identification de
l’espèce n’est pas possible à cause des contraintes de temps, de l’expertise taxonomique ou du manque de
clés taxonomiques (un cas fréquent pour les régions tropicales, par exemple), le tri par genre (et certaines
unités taxonomiques de rang supérieur) représente un bon compromis entre l’approche par espèces
morphologiques et l’approche par le niveau ordinal, notamment en permettant d’affecter la plupart des
spécimens à un groupe fonctionnel.
AVERTISSEMENT — Il convient de prendre les précautions adéquates (des gants ou un masque, par
exemple) lors de l’utilisation du formol pour éviter tout risque d’inhalation ou d’exposition cutanée.
Selon la fiche de données de sécurité concernant la solution de formaldéhyde à 37 %, telle qu’elle est
éditée par les fabricants, le composé est un sensibilisant cutané et est considéré comme cancérigène
(chez l’homme: symptômes limités; chez l’animal: éléments probants suffisants). Dans les pays
industrialisés, il est légalement indiqué pour une utilisation scientifique.
8.2 Conservation des spécimens
Pour n’importe quel échantillon mixte de macrofaune du sol, il convient de suivre les étapes suivantes pour
obtenir des spécimens conservés selon des méthodes normalisées:
a) si le corps de l’animal ne comporte pas de parties molles, il convient que les organismes soient conservés
dans de l’éthanol à 70 % (il convient de diluer l’éthanol commercial);
b) si le corps de l’animal comporte des parties molles, il convient que l’organisme soit fixé dans le formol
à 4 % et qu’il soit, si possible, conservé dans la même solution. En variante, il est permis d’utiliser de
l’éthanol à 80 % (si l’organisme a été fixé pendant au moins 4 jours avec du formol à 4 %);
c) dans tous les cas, il convient que les échantillons soient conservés séparément dans des flacons
différents, en tenant compte de la plus petite unité d’analyse (c’est-à-dire un monolithe si les données
sont comparées à ce niveau);
d) il convient que chaque flacon soit étiqueté sans utiliser de codes chiffrés et qu’il porte au moins des
inscriptions écrites à l’encre permanente, telle de l’encre de Chine, et en utilisant un papier résistant tel
que le parchemin de chèvre. Il convient que chaque étiquette contienne les informations suivantes:
— le pays;
— la région;
— la localité;
— le nom du collecteur;
— la date de la collecte.
e) pour la conservation des spécimens:
— utiliser des flacons (ou des tubes en verre) qui ne sont pas dégradés par l’éthanol ou le formol et sont
munis de couvercles à vis;
— surveiller les niveaux d’éthanol et de formol afin qu’ils demeurent constants;
— ranger les flacons à l’abri des rayons du soleil;
— changer la solution de conservation de chaque flacon une fois tous les cinq ans.
8.3 Détermination de la biomasse
La détermination de la biomasse est réalisée sur le matériel conservé. Il convient que la surface des animaux
soit séchée avec précaution au moyen d’un papier filtre, puis que les animaux soient pesés à l’aide d’une
balance de précision (0,001 g).
Il est pratiquement impossible de maintenir des invertébrés vivants après leur capture pour mesurer leurs
masses fraîches. Dans la plupart des cas, les invertébrés sont conservés dans l’éthanol à 70 % (fraction
volumique) ou dans le formol à 4 % (fraction volumique). Ce dernier est recommandé pour les vers de terre
qu’il convient au moins de fixer dans le formol avant de les conserver dans l’éthanol à 70 %. La conservation
implique toujours une réduction de masse car l’eau du corps est extraite sous l’effet des forces osmotiques.
La quantité d’eau perdue peut varier entre 15 % et 40 % selon la teneur en eau de l’animal et son état
physiologique. Étant donné que la plupart des études ont pour seul but de comparer des situations et/ou des
sites différents, la perte de masse ne risque pas de fausser le résultat. Si des données exactes relatives à la
masse fraîche sont nécessaires, il est facile de conserver une aliquote de chaque groupe et de comparer la
masse vivante et la masse fixée, quelques jours après fixation.
9 Évaluation des résultats
Il est possible d’utiliser les critères d’effet de mesurage suivants pour la bioclassification d’un sol, y compris
la bio-indication ou la biosurveillance (d’une contrainte anthropique telle que les produits chimiques ou des
changements liés à l’exploitation du sol, par exemple):
— l’abondance (nombre d’individus par unité de surface);
— la biomasse;
— le nombre d’espèces ou de groupes définis d’un point de vue taxonomique ou écologique;
— les indices de diversité (diversité alpha, bêta et gamma).
En premier lieu, le nombre d’individus (nombre total ou par espèce ou groupe) est compté et exprimé sous
forme d’individus par échantillon. En second lieu, l’abondance totale des individus est multipliée par un
facteur (16) afin d’obtenir le nombre d’individus par mètre carré.
La masse fraîche mesurée sur le terrain est la façon idéale de calculer la biomasse. À défaut, il est admis
d’utiliser la masse imprégnée, après conservation. D’autres méthodes sont rapportées dans la littérature,
par exemple masse fraîche après imprégnation, masse sèche obtenue après séchage toute la nuit à 60 °C,
séchage à masse constante à des températures plus élevées, masse fraîche évidée, masse sèche évidée, masse
fraîche multipliées par une constante (pour une teneur en eau présumée) et largeur de la tête (rapportée à
une courbe d’étalonnage). Cependant, ces méthodes ont une moins grande signification biologique que la
masse fraîche.
10 Rapport d’essai
Le rapport d’essai doit au moins contenir les informations suivantes:
a) une référence au présent document, c’est-à-dire l’ISO 23611-5:2024;
b) une description complète de la conception et des modes opératoires de l’étude;
c) la caractérisation du site étudié (en particulier les propriétés du sol);
d) la méthode de prélèvement;
e) la description des conditions de prélèvement, y compris la date, la durée et l’heure du jour de
l’échantillonnage sur le terrain et les paramètres climatiques tels que la température et l’humidité de
l’air, la pluie ou la neige, etc.;
f) les détails concernant le procédé d’extraction du matériel biologique;
g) les valeurs rapportées à 1 m ou toute autre dimension normalisée, le cas échéant;
h) un résumé des résultats obtenus;
i) une discussion des résultats;
j) toutes les informations, y compris toutes les données brutes mesurées et tous les problèmes ayant pu
survenir ou se développer au cours de toutes les étapes de l’étude.
Annexe A
(informative)
Informations de contexte
Les macro-invertébrés du sol peuvent également être définis comme des organismes appartenant à des
taxons dont plus de 90 % des spécimens sont visibles à l’œil nu. Les macro-invertébrés du sol comprennent
les groupes suivants: les Oligochètes (Annélides), les Gastéropodes (escargots et limaces), les Coléoptères
(larves et adultes), les Isoptères, les Diplopodes, les Chilopodes, les Hyménoptères, les Arachnides, les
Dictyoptères, les Orthoptères, les Hémiptères, les Dermaptères, les Isopodes, les Lépidoptères (larves)
et les Diptères (larves). Sont spécifiquement exclus les groupes comprenant un nombre relativement
réduit de spécimens qui sont visibles à l’œil nu, tels les Nématodes (par exemple Mermithidae), les
Enchytraeidae, les Collemboles, les Acariens, les Symphyla, les Pauropodes et les Diplures. Il convient que
les unités taxonomiques fondamentales soient adoptées comme unités standards pour l’échantillonnage
de la macrofaune. Le choix de 17 taxons principaux a été effectué au cours d’un atelier AIOB en utilisant
la base de données sur la macrofaune (MDB) qui contient des informations sur 32 pays et près de
1 000 sites échantillonnés. Les 17 taxons [Oligochaeta (de l’ordre des Opisthopora), Coléoptères (larves et
adultes), Isoptères, Diplopodes, Chilopodes, Formicidae, Gastéropodes, Aranaea, Blattoïdes, Orthoptères,
Dermaptères, Isopodes, Hémiptères, larves de Lépidoptères, Diptères (larves et adultes) et résidus (insectes
et non-insectes)] correspondent aux macro-invertébrés du sol les plus importants en matière d’abondance et
de biomasse.
Le choix d’un monolithe mesurant 250 mm × 250 mm × 300 mm est basé sur une expérience approfondie, bien
que largement empirique. Utilisé pour la première fois par Zajonc (1956), il a été proposé comme standard
[1][54]
pour le Programme de biologie et de fertilité des sols tropicaux (TSBF) . Cette taille de monolithe
s’applique à la fois aux sols tropicaux et aux sols tempérés. L’objectif était de proposer une méthode qui ne
soit pas trop longue à mettre en place, tout en permettant d’évaluer avec exactitude la composition et la
structure des communautés de macro-invertébrés du sol. La méthode a rencontré un très grand succès et
est devenue une référence utilisée sur plusieurs centaines de sites. Bien que les études visant des groupes
spécifiques, en particulier les termites, les vers de terre ou les fourmis, semblent privilégier des tailles
d’échantillons différentes, la taille proposée représente un très bon compromis qui permet d’obtenir un
nombre satisfaisant de réplicats et une représentation acceptable de la plupart des ordres dans un échantillon
unique. Les échantillons de plus grande taille exigent trop de temps, ce qui ne permet pas de réaliser un
nombre suffisant de réplicats. Dans la plupart des cas, un groupe de quatre personnes bien entraînées peut
trier 10 échantillons par jour. Des études sur le terrain non publiées ont montré que 15 à 20 échantillons
sont nécessaires dans un seul site pour réduire la variance à une proportion de moyenne raisonnablement
basse (<20 %). Cependant, la comparaison de sites ayant des couvertures végétales ou des sols différents
et/ou soumis à des options de gestion différentes permet de révéler des différences significatives avec pas
plus de cinq échantillons, à condition qu’un traitement statistique adapté (souvent des analyses à plusieurs
variables) soit mis en œuvre.
Annexe B
(informative)
Échantillonnage de la macrofaune du sol à l’aide de pièges à fosses
L’évaluation de la diversité et de l’activité de la faune vivant en surface peut être d’une importance primordiale
lors de l’interprétation des données collectées sur la fertilité et la biologie des sols tropicaux (TSBF) dans le
cadre des fonctions et des services de l’écosystème du sol, lors des essais visant à mettre à jour les modèles
et les interactions possibles à plus grande échelle spatiale des réseaux complexes basés sur le sol sur les
écosystèmes terrestres, ou en vue d’évaluer l’état de la biodiversité du sol. Une pratique courante susceptible
de compléter la méthode TSBF et qui permet d’estimer la diversité et l’activité de la macrofaune épigée du
sol dans les études écologiques recourt à l’utilisation de pièges à fosses. Cette méthode peut être utilisée
pour obtenir des estimations quantitatives de l’abondance relative de la faune épigée Le principe sous-jacent
à ces pièges est que les organismes vivant dans le sol ou ayant une préférence pour un habitat dans le sol
risquent de tomber accidentellement dans des pièges ouverts placés au niveau du sol lorsqu’ils se déplacent
à la surface du sol. Une fois placés sur le terrain, ces pièges peuvent capturer tous les organismes passant à
proximité, à une cadence qu’il convient d’être proportionnelle à leur activité, en permettant ainsi également
une estimation de ce paramètre.
Selon la taille moyenne des organismes ciblés, différentes dimensions de pièges à fosses peuvent être
utilisées; en général, pour une étude de la macrofaune épigée, il est possible d’utiliser des gobelets en
plastique ayant une ouverture de 8 cm à 10 cm de diamètre et de 9 cm à 10 cm de hauteur. Il convient que le
piège repose sur une conception de gobelets emboîtés, comprenant un gobelet à introduire dans un trou pré-
percé dans le sol, de sorte que le haut du gobelet (ouverture) soit aligné avec le fond de la litière de feuilles ou
le niveau du sol, et un gobelet placé à l’intérieur pour recueillir les organismes. L’emboîtement des gobelets
facilite l’installation des pièges et leur récupération sur le terrain, tout en réduisant la quantité de sol et de
[20,40]
débris susceptibles de tomber dans le piège . Bien qu’un appât puisse être utilisé pour amplifier le taux
de capture ou pour cibler des organismes spécifiques, il convient que les pièges à fosses utilisés dans les
études écologiques, visant à examiner la diversité globale, soient des pièges passifs, de sorte que la solution
de conservation contenue dans les gobelets placés sur le terrain ne représente généralement que la moitié
de leur contenance. Il convient qu’une solution de conservation efficace tue rapidement (afin d’empêcher
toute fuite des organismes et la prédation), préserve les organes internes et externes des organismes piégés
et réduise le plus possible l’évaporation. Le type et la dilution de la solution de conservation dépendent des
objectifs de l’étude, mais lorsqu’une extraction d’ADN est prévue en vue d’une analyse ultérieure, il convient
d’utiliser du propylène glycol non dilué ou de l’éthanol à 96 %. Le propylène glycol est incolore, hygroscopique,
résistant à l’évaporation et non toxique, et présente une faible tension superficielle par rapport à l’éthylène
[40,41]
glycol qui est également largement utilisé . L’éthanol peut être une alternative lorsque la durée de
[61]
piégeage et les conditions météorologiques entraînent des taux d’évaporation élevés . En variante, il est
possible d’utiliser de l’éthylène glycol (antigel automobile) dilué à 50 % avec de l’eau. Bien que certaines
études aient rapporté que l’éthylène glycol à 50 % était une solution d’échantillonnage appropriée pour
[39]
l’extraction d’ADN , les premières solutions sont généralement adoptées lorsqu’une analyse d’ADN est
prévue. Pour empêcher les pièges à fosses d’inonder ou d’être remplis de débris de litière et pour empêcher
aussi les organismes non ciblés de plus grande taille (petits mammifères et reptiles, par exemple) d’entrer
dans le piège, la surface interne du gobelet peut être surmontée d’une pierre ou d’autres matériaux
naturels, en laissant toujours un espace suffisant entre chaque élément pour permettre un mouvement
aisé de la faune épigée. Un toit en plastique de même diamètre que le gobelet intérieur peut également
[20]
être utilisé et placé à une hauteur d’environ 3 cm de l’ouverture du piège . Des études ont montré que
[20,23]
les toits ou les protections anti-pluie des pièges n’ont aucun effet négatif sur les captures des pièges ;
cependant, et selon la surface du toit, il peut attirer l’attention des animaux vivant en liberté, ce qui conduit
à la destruction du piège. Le nombre de pièges à poser sur un terrain et la fréquence de prélèvement des
échantillons dépendent de l’objet de l’étude. Il s’agit donc d’une méthode polyvalente qui peut être appliquée
à plusieurs méthodes de conception de l’échantillonnage. Cependant, en considérant chaque piège à fosse
comme une unité expérimentale indépendante, il convient de n’installer qu’un seul piège par mètre carré.
Pour une étude générale en climat tempéré, il convient de laisser les pièges à fosses sur le terrain pendant
une durée de 7 jours à 14 jours (différentes durées peuvent être envisagées en fonction des différentes
zones climatiques et en cas d’utilisation de pièges appâtés). Le prélèvement d’échantillons peut être effectué
soit en retirant le piège du sol et en plaçant un couvercle sur le gobelet afin d’enfermer son contenu, soit en
percolant le contenu du piège sur un tissu absorbant jetable (à l’aide d’un tamis) ou un filet de 50 µm, qu’il
convient ensuite d’attacher et de placer dans un gobelet étiqueté avec de l’éthanol à 96 % pour le stockage
[41]
afin d’assurer une bonne conservation de l’ADN .
De petites parties du corps de l’organisme peuvent être conservées séparément en vue d’une extraction
d’ADN (par exemple les pattes), le reste du matériel étant disponible pour une analyse morphologique. Il
convient de conserver ce dernier dans de l’éthanol à 70 % en vue d’un stockage à long terme. Le traitement
des échantillons prélevés en laboratoire peut être similaire à celui de la méthode TSBF.
Annexe C
(informative)
[68]
Exemple de surveillance au moyen de pièges à fosses
C.1 Objectif de l’étude
Cette étude a été menée pour évaluer les distances spatiales entre les communautés locales et le degré
d’hétérogénéité de l’habitat à une échelle spatiale donnée. Cette évaluation visait à apprécier, à différentes
échelles, l’importance relative des facteurs spatiaux et environnementaux qui façonnent les communautés
édaphiques (Collembola) et épigées (Carabidae).
Bien que la méthode du piège à fosse ait été proposée comme méthode d’échantillonnage pour les macro-
invertébrés, cette méthode a été choisie pour l’étude car elle couvre également des groupes spécifiques de la
mésofaune épigée (Collembola), par exemple.
C.2 Zone d’étude
L’échantillonnage a été effectué dans une mosaïque agroforestière type - un champ de chênes-
lièges méditerranéens (Quercus suber L) - situé dans la plaine alluviale consolidée de la rivière Tage,
dans «Companhia das Lezírias» (Alcochete, environ 20 km à l’est de Lisbonne), Portugal (à environ 388 530 N,
088 520 W). L’histoire et la gestion passées de l’exploitation du sol ont façonné les systèmes agroforestiers
de chênes-lièges à l’échelle du paysage. Les sites d’échantillonnage comprenaient quatre fenêtres paysagères
non identiques (LW, 1 km chacune), choisies le long d’un gradient de gestion de l’exploitation du sol, allant
des zones boisées non gérées (LW1) aux zones soumises à des pratiques de gestion traditionnelles, telles que
la sylviculture (LW2, LW3 et LW4) et les pâturages (LW3 et LW4). Ainsi, LW1 et LW2 étaient dominées par
des zones boisées fermées recouvertes de chênes-lièges (forêts à faible intensité de gestion), alors que dans
LW3 et LW4, les zones boisées ouvertes et les pâturages (forêts à forte intensité de gestion) prédomina
...
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