ISO 5667-3:2003
(Main)Water quality - Sampling - Part 3: Guidance on the preservation and handling of water samples
Water quality - Sampling - Part 3: Guidance on the preservation and handling of water samples
ISO 5667-3:2003 gives general guidelines on the precautions to be taken to preserve and transport all water samples including those for biological analyses but not those intended for microbiological analysis. These guidelines are particularly appropriate when spot or composite samples cannot be analysed on-site and have to be transported to a laboratory for analysis.
Qualité de l'eau — Échantillonnage — Partie 3: Lignes directrices pour la conservation et la manipulation des échantillons d'eau
L'ISO 5667-3:2003 donne des lignes directrices générales sur les précautions à prendre pour conserver et transporter toutes les sortes d'échantillons d'eau, y compris ceux destinés aux analyses biologiques, à l'exclusion de ceux destinés aux analyses microbiologiques. Ces lignes directrices s'appliquent en particulier chaque fois qu'un échantillon ponctuel ou composite ne peut être analysé sur site et doit être transporté vers un laboratoire pour y être analysé.
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Relations
Frequently Asked Questions
ISO 5667-3:2003 is a standard published by the International Organization for Standardization (ISO). Its full title is "Water quality - Sampling - Part 3: Guidance on the preservation and handling of water samples". This standard covers: ISO 5667-3:2003 gives general guidelines on the precautions to be taken to preserve and transport all water samples including those for biological analyses but not those intended for microbiological analysis. These guidelines are particularly appropriate when spot or composite samples cannot be analysed on-site and have to be transported to a laboratory for analysis.
ISO 5667-3:2003 gives general guidelines on the precautions to be taken to preserve and transport all water samples including those for biological analyses but not those intended for microbiological analysis. These guidelines are particularly appropriate when spot or composite samples cannot be analysed on-site and have to be transported to a laboratory for analysis.
ISO 5667-3:2003 is classified under the following ICS (International Classification for Standards) categories: 13.060.45 - Examination of water in general. The ICS classification helps identify the subject area and facilitates finding related standards.
ISO 5667-3:2003 has the following relationships with other standards: It is inter standard links to ISO 5082:1982, ISO 10685-3:2012, ISO 5667-3:2012, ISO 5667-3:1994. Understanding these relationships helps ensure you are using the most current and applicable version of the standard.
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Standards Content (Sample)
INTERNATIONAL ISO
STANDARD 5667-3
Third edition
2003-12-15
Water quality — Sampling —
Part 3:
Guidance on the preservation and
handling of water samples
Qualité de l'eau — Échantillonnage —
Partie 3: Lignes directrices pour la conservation et la manipulation des
échantillons d'eau
Reference number
©
ISO 2003
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Contents Page
Foreword. iv
Introduction . vi
1 Scope. 1
2 Normative references . 1
3 Preservation of samples. 1
4 Recommendations . 8
5 Identification of samples. 9
6 Transport of samples. 9
7 Reception of samples . 9
Annex A (informative) Dutch investigation on prolonged preservation times. 28
Bibliography . 31
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards bodies
(ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out through ISO
technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical committee has been
established has the right to be represented on that committee. International organizations, governmental and
non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work. ISO collaborates closely with the
International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of electrotechnical standardization.
International Standards are drafted in accordance with the rules given in the ISO/IEC Directives, Part 2.
The main task of technical committees is to prepare International Standards. Draft International Standards
adopted by the technical committees are circulated to the member bodies for voting. Publication as an
International Standard requires approval by at least 75 % of the member bodies casting a vote.
Attention is drawn to the possibility that some of the elements of this document may be the subject of patent
rights. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights.
ISO 5667-3 was prepared by Technical Committee ISO/TC 147, Water quality Subcommittee SC 6, Sampling
(general methods).
This third edition cancels and replaces the second edition (ISO 5667-3:1994), which has been technically
revised.
ISO 5667 consists of the following parts, under the general title Water quality — Sampling:
Part 1: Guidance on the design of sampling programmes
Part 2: Guidance on sampling techniques
Part 3: Guidance on the preservation and handling of water samples
Part 4: Guidance on sampling from lakes, natural and man-made
Part 5: Guidance on sampling of drinking water and water used for food and beverage processing
Part 6: Guidance on sampling of rivers and streams
Part 7: Guidance on sampling of water and steam in boiler plants
Part 8: Guidance on the sampling of wet deposition
Part 9: Guidance on sampling from marine waters
Part 10: Guidance on sampling of waste waters
Part 11: Guidance on sampling of groundwaters
Part 12: Guidance on sampling of bottom sediments
Part 13: Guidance on sampling of sludges from sewage and water-treatment works
Part 14: Guidance on quality assurance of environmental water-sampling and handling
iv © ISO 2003 — All rights reserved
Part 15: Guidance on preservation and handling of sludge and sediment samples
Part 16: Guidance on biotesting of samples
Part 17: Guidance on sampling of suspended sediments
Part 18: Guidance on sampling of groundwater at contaminated sites
Part 19: Guidance on sediment sampling in marine areas
Introduction
This part of ISO 5667 is intended to be used in conjunction with ISO 5667-1 and ISO 5667-2, which deal with
the design of sampling programmes and sampling techniques respectively.
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INTERNATIONAL STANDARD ISO 5667-3:2003(E)
Water quality — Sampling —
Part 3:
Guidance on the preservation and handling of water samples
1 Scope
This part of ISO 5667 gives general guidelines on the precautions to be taken to preserve and transport all
water samples including those for biological analyses but not those intended for microbiological analysis.
These guidelines are particularly appropriate when spot or composite samples cannot be analysed on-site and
have to be transported to a laboratory for analysis.
2 Normative references
The following referenced documents are indispensable for the application of this document. For dated
references, only the edition cited applies. For undated references, the latest edition of the referenced
document (including any amendments) applies.
ISO 3696:1987, Water for analytical laboratory use — Specification and test methods
ISO 5667-1:1980, Water quality — Sampling — Part 1: Guidance on the design of sampling programmes
ISO 5667-2:1991, Water quality — Sampling — Part 2: Guidance on sampling techniques
ISO 5667-14:1998, Water quality — Sampling — Part 14: Guidance on quality assurance of environmental
water sampling and handling
ISO 5667-16:1998, Water quality — Sampling — Part 16: Guidance on biotesting of samples
ISO Guide 34:2000, General requirements for the competence of reference material procedures
3 Preservation of samples
3.1 General considerations
Waters, particularly fresh waters, waste waters and groundwaters, are susceptible to changes as a result of
physical, chemical or biological reactions which may take place between the time of sampling and the
commencement of analysis. The nature and rate of these reactions are often such that, if precautions are not
taken during sampling, transport and storage (for specific determinands), the concentrations determined may
be different to those existing at the time of sampling.
The extent of these changes is dependent on the chemical and biological nature of the sample, its
temperature, its exposure to light, the nature of the container in which it is placed, the time between sampling
and analysis, and the conditions to which it is subjected, for example agitation during transport. Further
specific causes of variation are as follows.
a) The presence of bacteria, algae and other organisms can consume certain constituents of the samples.
These organisms can also modify the nature of the constituents to produce new constituents. This
biological activity affects, for example, the concentrations of dissolved oxygen, carbon dioxide and
compounds, of nitrogen, phosphorus and sometimes silicon.
b) Certain compounds can be oxidized by the dissolved oxygen present in the samples or by atmospheric
oxygen (e.g. organic compounds, Fe (II) and sulfides).
c) Certain substances can precipitate out of solution [for example calcium carbonate, metals and metallic
compounds such as Al(OH) ] or be lost to the vapour phase (for example oxygen, cyanides and mercury).
d) The pH and conductivity can be modified and the dissolved carbon dioxide changed by the absorption of
carbon dioxide from air.
e) Dissolved metals or metals in a colloidal state, as well as certain organic compounds can be irreversibly
adsorbed onto the surface of the containers or solid materials in the samples.
f) Polymerized products can depolymerize and conversely, simple compounds can polymerize.
Changes to particular constituents vary both in degree and rate, not only as a function of the type of water, but
also, for the same water type, as a function of seasonal conditions.
lt should be emphasized that these changes are often sufficiently rapid to modify the sample considerably in a
short time. In all cases, it is essential to take precautions to minimize these reactions and, in the case of many
determinands, to analyse the sample with a minimum of delay.
Preservation of water samples is necessary for a number of reasons, therefore it is generally necessary to
choose, from the various possible methods of preservation, a method that does not introduce contamination.
Fresh waters and groundwaters can be stored more successfully. In the case of potable waters, storage can
be solved easily by cooling, because these waters are less susceptible to biological and chemical reactions.
In many cases, if samples are analysed within 24 h, the preservation technique of cooling to between 1 °C to
5 °C is sufficient. Municipal or industrial sewage plant effluents should be preserved immediately after
sampling, because of the high biological activities in these samples.
This part of ISO 5667 describes the most commonly used preservation techniques and storage times.
[4]
In spite of investigations which have been carried out in order to recommend methods that enable water
samples to be stored without changes occurring to their composition, no guidance has been reported that
covers all situations. Users of particular test methods and analytical techniques described in International
Standards prepared by ISO/TC 147 are encouraged to take into account any relevant guidance offered in this
part of ISO 5667 when making decisions in relation to sample preservation and handling for such methods
and techniques.
3.2 Precautions to be taken
3.2.1 Container selection
The choice of sample container is of major importance and ISO 5667-2 provides some guidance on this
subject. Details of the type of container used for the collection and storage of samples are given in Tables 1
to 4. The same considerations given to this selection of suitable container material should also be given to the
selection of cap-liner materials. The guidance given here is to help in the selection of containers for general
use.
The containers used to collect and store the samples should be selected after taking into account the following
predominant criteria (especially when the analytes are present in trace quantities).
2 © ISO 2003 — All rights reserved
a) Minimizing sample contamination by the container or cap material, for example leaching of inorganic
constituents from glass (especially soda glass) and organic compounds and metals from plastics. Some
coloured caps may contain significant levels of heavy metals.
b) Ability to clean and treat the walls of the container to reduce surface contamination by trace constituents
such as heavy metals or radionuclides.
c) Chemical and biological inertness of the container or cap material in order to prevent or minimize reaction
between sample constituents and the container.
d) Containers may also cause changes to constituent concentrations by adsorption or absorption of analytes.
Trace metals are particularly susceptible to these effects but other analytes (for example detergents,
pesticides, phosphates) may also be affected.
Guidance should be sought from laboratory staff on the selection of sample containers and sampling
equipment.
Other factors should also be considered, e.g. resistance to temperature extremes, resistance to breakage,
ease of sealing and reopening, size, shape, mass, availability, cost, potential for cleaning and re-use.
Container blanks should always be taken, preserved and analysed as a check on the suitability of the
container and preservation procedures (see ISO 5667-14).
3.2.2 Container preparation
3.2.2.1 General
All preparation procedures should be validated to ensure positive or negative interferences do not occur. As a
minimum, this should include the analysis of:
a) blanks;
b) samples containing known levels of relevant analytes.
If disposable or single-use containers cannot be used, it is preferable to reserve a set of containers for a
particular determinand, thereby minimizing risks of cross-contamination. Care should be taken to prevent a
container, formerly holding a sample with a high concentration of a determinand, from contaminating a
subsequent sample containing a low concentration of the same determinand.
It may be necessary to wash new containers with water containing a detergent, in order to remove dust and
residues of packing materials, followed by thorough rinsing with water of an appropriate quality. The use of
cleansing reagents and solvents may cause interferences, e.g. residual contamination by phosphate-
containing detergents when undertaking nutrient analyses. If used, all cleaning reagents and solvents should
be of an appropriate quality. For the determination of silicon, boron and surfactants, detergents should not be
used for cleaning purposes.
3.2.2.2 Detergent-washed plastic or glass containers
The procedure should be as follows.
a) Wash the container and cap with a dilute solution of detergent and water.
b) Rinse thoroughly with tap water.
c) Successively rinse twice with water of an appropriate quality.
d) Drain thoroughly and replace cap.
Automatic dish washing machines may be used for this procedure.
3.2.2.3 Solvent-washed glass containers
WARNING — Organic solvents may be hazardous. Provide suitable handling facilities and handle with
care.
The procedure should be as follows.
a) Wash the container and cap with a dilute solution of detergent and tap water.
b) Rinse thoroughly with tap water.
c) Successively rinse twice with water of an appropriate quality and dry.
d) Rinse with acetone of an appropriate quality and drain.
e) Rinse with a suitable solvent of an appropriate quality, dry and immediately replace cap.
The solvent should be compatible with the analytes of interest and the analytical method to be used.
3.2.2.4 Acid-washed containers in plastic or glass
The procedure should be as follows.
a) Wash the container and cap with a dilute solution of detergent and tap water.
b) Rinse thoroughly with tap water.
c) Rinse with an aqueous 10 % nitric acid solution.
d) Drain and completely fill with an aqueous 10 % nitric acid solution.
e) Cap and store for at least 24 h.
f) Empty the container, rinse with water of an appropriate quality and immediately replace cap.
Some manufactures will supply containers with a certificate of cleanliness. Such containers may not need
further cleaning or rinsing, provided the manufacturer supplies the containers with caps attached.
Automatic hot acid washers may be used for this procedure.
3.2.3 Filling the container
For samples requiring the determination of physico-chemical determinands, fill the container completely and
stopper it in such a way that there is no air space above the sample. This reduces interaction with the gas
phase, and minimizes agitation of the sample during transport.
Where samples are frozen as part of their preservation, sample containers should not be completely filled
(see 3.2.6).
3.2.4 Handling and preservation of samples for biological examination
The handling of samples for biological examination is different to that for samples requiring chemical analysis.
The addition of chemicals to the sample for biological examination can be used for either fixation or
preservation of the sample. The term “fixation” is used to describe the protection of morphological structures,
while the term “preservation” is used for the protection of organic matter from biochemical or chemical
degradation. Preservatives, by definition, are toxic and the addition of preservatives may lead to the death of
living organisms. Prior to death, irritation may cause the most delicate organisms, which do not have strong
cell walls, to collapse before fixation is complete. To minimize this effect, it is important that the fixation agent
4 © ISO 2003 — All rights reserved
enters the cell quickly. Some preservatives, for instance acid solutions of Lugol, may lead to the loss of some
taxonomical groups of organisms, which can be a problem during certain parts of the year in certain areas.
This can be addressed by using an additional preservative, such as alkaline solutions of Lugol, during, for
example, the summer period when the appearance of silico-flagellates may be frequently observed.
The preservation of samples for biological examination should meet the following criteria:
a) the effect of the preservative on the loss of the organism should be known beforehand;
b) the preservative should effectively prevent the biological degradation of organic matter at least during the
storage period of the samples;
c) the preservative should enable the taxonomical groups of organisms to be adequately studied during the
storage period of the samples.
3.2.5 Handling and preservation of samples for radiochemical analysis
WARNING — Safety precautions and shielding depend on the activity of the sample.
There is little difference between the handling of samples for radiochemical analysis and the handling of
samples for physico-chemical analysis. Safety precautions depend on the nature of the radioactivity of the
sample. The preservation techniques for these samples depend on the type of emitter and the half-life of the
radionuclide of interest.
3.2.6 Cooling or freezing of samples
The cooling or freezing of samples is only effective if the process is applied immediately after the collection of
the samples. This necessitates the use of cool-boxes or refrigerators at the sampling location. Wherever a
temperature is given for cooling, the temperature of the sample environment is meant (not the temperature of
sample itself).
Simple cooling of the sample (in melting ice or in a refrigerator at a temperature between 1 °C and 5 °C) and
storage of the sample in the dark is, in most cases, sufficient to preserve the sample during transport to the
laboratory. Cooling cannot be considered as a means of long-term storage, particularly in the case of
wastewater samples (see Table 1). The sample should be kept and stored at a temperature lower than that
observed during the process of collection or filling of the container.
A small volume of ice does not have much cooling effect upon a large volume of warm water. Where a sample
contains determinands that are likely to be affected by biological activity, and where preservation on-site is not
possible, the temperature of the sample should be taken immediately on arrival at the laboratory. This is
particularly important when samples require transporting for several hours. Samples should be analysed or
cooled immediately at receipt in the laboratory. During transport, the temperature of the cooling system should
be monitored.
In general, storage of samples at temperatures below − 20 °C allows the samples to be stored for longer
periods of time. If samples are to be frozen, the container should be made of plastic and not be filled
completely. This reduces the risk to the sample container from being damaged. For some analytes, such as
nutrient determinands, freezing of the sample is the preferred method of preservation. In these cases, quick-
freezing with dry ice is a satisfactory procedure. The freezing of samples is not an appropriate procedure for
samples requiring analysis of volatile substances or if samples contain cells or bacteria or microalgae, which
can fracture and lose cell constituents during the freezing process. Nevertheless, it is necessary to control the
freezing and thawing technique in order to return the sample to its initial equilibrium after thawing. In this case,
the use of plastic containers (for example polyvinyl chloride or polyethene) is strongly recommended. For
thawing of samples, see ISO 5667-16.
3.2.7 Filtration or centrifugation of samples
Suspended matter, sediment, algae and other micro-organisms may be removed, either at the time of taking
the sample or immediately afterwards, by filtering the sample through membrane filter material (e.g. paper,
polytetrafluoroethylene, glass) or by centrifuging. Filtration is, of course, not applicable if the membrane filter is
likely to retain one or more of the constituents to be analysed. It is equally essential that the membrane filter
assembly system not be a cause of contamination and be carefully washed before use, but in a manner
consistent with the final method of analysis.
Alternatively, the reason for filtering the sample may be to enable the proportion of soluble and insoluble forms
of an analyte to be determined (e.g. soluble and insoluble metal fractions).
Decanting the sample is not recommended as an alternative to filtration.
Membrane filters should be used with caution as various heavy metal compounds and organic material may
be adsorbed on the membrane filter surface, and soluble compounds (e.g. surfactants) within the membrane
filter can be leached out into the sample.
3.2.8 Addition of preservatives
Certain physical and chemical constituents can be stabilized by the addition of selective chemical compounds,
either directly to the sample after it has been taken, or beforehand, to the empty container.
Particular reagents, necessary for the specific preservation of certain constituents (e.g. the determination of
oxygen, total cyanides and sulfides) require the sample to be preserved on-site.
It is essential that the preservatives used do not interfere with the analysis; tests intended to check their
compatibility are necessary in case of doubt. Any dilution of the sample with added preservative solutions
should be taken into account during the analysis and calculation of results. It is preferable that the addition of
preservatives to samples be made using concentrated solutions so that only small volumes are used. In most
cases, this enables the corresponding dilution to be disregarded. The use of solid preservatives, for example
sodium hydroxide, is to be avoided as local heating may occur, adversely affecting the sample.
The fact that the addition of these agents can modify or change the chemical or physical nature of the
constituents means that these changes are not incompatible with the purpose of later determinations. For
example, acidification can solubilize colloidal constituents or solids, and should therefore be used with caution
if the aim of the analysis is the determination of dissolved constituents and then only for that purpose.
Filtration of the sample prior to the addition of preservative is essential for dissolved ions. Similarly, caution
should be applied if the aim of the analysis is to determine the toxicity of the sample to aquatic animals, as
certain components, particularly heavy metal compounds, are more toxic in the ionic form. Samples should
therefore be analysed as soon as possible.
It is essential to carry out a blank test, particularly in determinations for trace elements, to take into account
the possible introduction of an additional quantity of the determinand (for example acids can introduce a
significant amount of arsenic, lead and mercury) by the preservatives. In such cases, samples of the
preservatives used for the treatment of the water samples should be retained for use in the preparation of
blank tests.
3.3 Reagents
WARNING — Certain preservatives (e.g. acids, alkalis, formaldehyde) need to be used with caution.
Sampling personnel should be warned of potential dangers and that appropriate safety procedures
should be followed.
The following reagents are used for the preservation of samples and shall only be prepared according to
individual sampling requirements. Unless otherwise specified, all reagents used should be of at least
analytical reagent grade and water should be of at least ISO 3696:1987 Grade 2 purity. Acids referred to in
this part of ISO 5667 are the commercially available “concentrated” acids.
All reagents should be labelled with a “shelf life” which should not be exceeded. The “shelf life” represents the
period for which the reagent is suitable for use, if stored correctly. Any reagents that are not completely used
by the expiry of the “shelf life” date should be discarded.
6 © ISO 2003 — All rights reserved
Check the reagent dispensers periodically and discard any reagent where dispensers are shown to be
unsuitable.
Between field trips, reagents should be stored in clean, secure cabinets in order to prevent contamination.
It is essential that all samples requiring the same determinand determination be preserved together.
Each sample should be labelled accordingly after the addition of the preservative, since usually there may be
no visible indication as to which samples have been preserved and which have not.
3.3.1 Solids
.
3.3.1.1 Sodium thiosulfate pentahydrate, Na S O 5H O.
2 2 3 2
3.3.1.2 Ascorbic acid, C H O .
6 8 6
3.3.1.3 Sodium hydroxide, NaOH.
3.3.1.4 Potassium dichromate, K Cr O
2 2 7.
3.3.1.5 Copper sulfate, CuSO
4.
3.3.1.6 Sodium tetraborate, Na B O ⋅10H O.
2 4 7 2
3.3.1.7 Hexamethylenetetramine (hexamine, urotropine), C H N
6 12 4.
3.3.2 Solutions
3.3.2.1 Zinc acetate solution (ρ = 0,10 g/ml), C H O Zn.
4 6 4
3.3.2.2 Orthophosphoric acid (ρ = 1,7 g/ml), H PO
3 4.
3.3.2.3 Hydrochloric acid (ρ = 1,16 g/ml), HCl.
3.3.2.4 Nitric acid (ρ = 1,42 g/ml), HNO .
3.3.2.5 Sulfuric acid (8 mol/l), H SO .
2 4
3.3.2.6 Sodium hydroxide solution (ρ = 0,40 g/ml), NaOH.
3.3.2.7 Formaldehyde solution (volume fraction of 37 %) (Formalin), CH O.
WARNING — Beware of formaldehyde vapours. Do not store large numbers of samples in small work
areas.
3.3.2.8 Aqueous solution of disodium salt of ethylenediaminetetraacetic (EDTA) (ρ = 0,025 g/ml),
C H N Na O ⋅2H O.
10 14 2 2 8 2
3.3.2.9 Ethanol (volume fraction of 96 %).
3.3.2.10 Alkaline Lugol solution, with sodium acetate.
3.3.2.11 Acid Lugol solution, with acetic acid.
3.4 Prolonged storage of samples
The timing of the maximum recommended preservation time before commencement of analysis begins
immediately after the sample has been taken.
For certain regulatory situations, there is a requirement for samples to be retained for a prescribed period of
time. Notwithstanding the analytical implications of this, this legal requirement takes precedence over the
guidance given in this part of ISO 5667.
Where samples are analysed after the maximum recommended preservation time, it is essential that the
results be accompanied with a statement to the effect that the analytical results may not be reflective of the
concentration present at the time of sampling.
In addition, where laboratories report data analysed after the maximum recommended preservation time, it is
essential that the analytical result be accompanied with a statement to the effect that the maximum
recommended preservation time has been exceeded.
Prolonged storage of samples may be appropriate if the laboratory can demonstrate that there is no difference
between the test result obtained after extended preservation time and the test result obtained within the
preservation time given in this part of ISO 5667. Procedures to be used for establishing homogeneity and
stability are outlined in ISO Guide 34.
3.5 General guidance
Staff should not be allowed to smoke near samples; in addition, samples should not be placed near any
source of engine exhaust.
Open samples should neither be placed (e.g. while samples are being filtered or preserved) near a fan or air
conditioner, nor near food and beverages.
Decontamination and cleaning is appropriate if reusable equipment (such as sample scoops) is used between
and during use.
The inner surfaces of bottles or caps should not be touched with fingers or other objects.
It is essential that empty bottles be stored and transported with caps tightly in place.
Extraneous matter should be kept out of sample bottles. If a measurement (such as temperature or pH) needs
to be made outside of a bottle, then a specific container should be used for that purpose, and the sample used
in the measurement discarded. Under no circumstances should a field measurement be made and the sample
returned to the sample container that is then subsequently forwarded to a laboratory for analysis.
Samples should be scrutinized for large particles, such as leaves or detritus and if these are observed, the
sample should be discarded and a new sample taken.
Preservation reagents should be scrutinized as contamination can sometimes be indicated by, for example, a
change in colour. If contamination is suspected, the reagent should be discarded.
4 Recommendations
For samples requiring analysis for certain organic determinands, an initial on-site extraction may be
advantageous. Alternative procedures such as on-site adsorption techniques or on-site headspace collection
may also be employed where appropriate.
As stated in 3.1, it is impossible to give guidance for storage times or the nature of the sample containers for
all preservation techniques. The efficiency of the preservation process depends not only on the constituents
that require analysis and their concentration levels, but also on the nature of the sample. In all cases, it is
essential that the method of storage be compatible with the analytical technique used. One objective of Tables
1 to 4 is to describe the most common preservation techniques.
8 © ISO 2003 — All rights reserved
Further guidance is given in Table 2 on suitable preservation techniques used in conjunction with several
determinands. However, it is not reasonable or logical to combine organic and inorganic determinands,
because of the manner these determinations are treated within the laboratory.
The biological determinands are generally numerous and sometimes vary from one biological species to
another. For this reason, it is impossible to draw up an exhaustive checklist of all the precautions that should
be taken to preserve samples for biological analysis. The information given in Table 3 therefore relates only to
certain determinands generally studied for various animal or plant groups.
It should be noted that before carrying out any detailed study, it is essential to choose the determinands of
interest.
Table 4 gives techniques generally suitable for the preservation of radioactive samples.
There should be no significant statistical difference between the results of samples analysed immediately
following collection and those analysed after preservation. Results should be verified taking into account the
method of analysis and the guidance provided in this part of ISO 5667.
The sample volumes listed in Table 1 represent typical volumes required to perform a single determination on
the sample. Where more than one method is available for a particular determinant, the sample volumes
pertain to the method that requires the maximum sample volume. In some cases, it may be possible to take a
smaller volume of sample; however, this should only be undertaken after consultation with laboratory staff.
For a sample that requires the determination of more than one determinand, sometimes it is necessary to take
several sub-samples in order to meet the requirements of sample preservation. It is essential that extreme
care be taken to avoid cross-contamination which may occur. For example, nitric acid preservation used for a
metal sub-sample will contaminate the sub-sample taken for nitrate analysis.
5 Identification of samples
Sample containers should be labelled in a clear and unambiguous manner that is durable.
Additionally, it may be necessary to note, at the time of sampling, details which will enable a correct
interpretation of the information provided (for example, date and hour of sampling, name of person sampling,
nature and amount of preservatives added). The use of pre-printed labels, forms, etc. can facilitate the
practical attainment of these objectives.
Special samples of anomalous material should be clearly marked and accompanied by a description of the
observed anomaly. It is essential that samples containing hazardous or potentially hazardous materials, for
example acids, be clearly identified as such.
6 Transport of samples
Containers holding samples should be protected and sealed in such a way that samples do not deteriorate
and do not lose any of their constituents during transport. Packaging material should protect the containers
from possible external contamination and breakage, particularly near the opening of the container, and should
not be a source of contamination. During transportation, the samples should be stored according to the
guidance given in Tables 1 to 4. In cases where the storage and transportation time exceeds the maximum
recommended preservation time before commencement of analysis, whether or not the samples should be
analysed should be checked with the client, and if it is decided to proceed with the analysis, the time between
sampling and analysis should be reported.
7 Reception of samples
Laboratory staff should establish whether samples underwent cooling during transportation and if possible
whether a sample environmental temperature between 1 °C to 5 °C was maintained.
In all cases, and especially when a “chain of custody” process needs to be established, the count of sample
containers received in the laboratory should be verified against the number of sample bottles provided for
each sample.
Table 1 — Techniques generally suitable for the preservation of samples —
Physico-chemical and chemical analysis
Maximum
recommended
Typical volume
Determinand to Preservation preservation
a
Type of container (ml) and filling Comments
be studied technique time before
b
technique
analysis after
preservation
c
14 days
Samples should
preferably be
analysed on-site
Cool to
(particularly for
Acidity and
Fill container
between 1 °C
P or G 24 h samples high in
alkalinity
completely to
and 5 °C.
dissolved gases).
exclude air.
Reduction and
oxidation during
storage can change
the sample
Extract sample
1 000
container as part of
Do not pre-rinse
the sample extraction
the empty Acidify to
procedure.
container with between pH 1
If the sample is
G with PTFE cap sample; analytes to 2 with HCl
Acidic herbicides 2 weeks
chlorinated, for each
liner or septum adhere to the wall and cool to
1 000 ml of sample,
of the bottle. between 1 °C
add 80 mg of
and 5 °C.
Do not completely
Na S O ⋅5H O to the
2 2 3 2
fill sample
container prior to
container.
collection.
Acidify to
between pH 1
to 2 with
1 000
HNO , cool to
Fill container
P or G between 1 °C 5 days
Adsorbable
completely to
and 5 °C, keep
organic halides
exclude air.
samples
(AOX)
stored in the
dark.
Freeze to
P 1 000 1 month
- 20 °C.
P acid-washed
Acidify to
Aluminium
100 between pH 1 1 month
G or BG acid-
to 2 with HNO
washed 3
Acidify to
between pH 1
to 2 with
P or G 500 21 days
H SO , cool to
Ammonia, free and 2 4 Filter on-site before
between 1 °C
ionized
preservation
and 5 °C.
Freeze to
P 500 1 month
− 20 °C.
10 © ISO 2003 — All rights reserved
Table 1 (continued)
Maximum
recommended
Typical volume
Determinand to Preservation preservation
a
(ml) and filling Comments
Type of container
be studied technique time before
b
technique
analysis after
preservation
Cool to
Filter on-site before
P or G 500 between 1 °C 24 h
Anions (Br, F, Cl,
preservation.
and 5 °C.
NO , NO , SO and
2 3 4
See also
PO )
Freeze to
ISO 10304-1.
P 500 1 month
– 20 °C
Acidify to HCl should be used if
P acid-washed
between pH 1 the hydride
Antimony
100 1 month
to 2 with HCl technique is used for
G acid-washed
or HNO analysis.
3 .
HCI should be used
Acidify to pH 1
P acid-washed
if the hydride
Arsenic 500 to 2 with HCl 1 month
technique is used for
G acid-washed
or HNO
3 .
analysis.
Acidify to
P acid-washed or between pH 1
Do not use H SO
Barium 100 1 month
2 4
BG acid-washed to 2 with
HNO .
Acidify to
P acid-washed or between pH 1
Beryllium 100 1 month
G acid-washed to 2 with
HNO .
1 000 Keep samples stored
Cool to
in the dark.
Fill container
P or G between 1 °C 24 h
Biochemical
completely to
and 5 °C
oxygen demand
exclude air.
(BOD) In case of freezing to
− 20 °C: 6 months
Freeze to
P 1 000 1 month
c
− 20 °C. (1 month if < 50 mg/l)
c
Fill container
Boron P None required 1 month 6 months
completely to
exclude air.
Cool to
Bromate
P or G 100 between 1 °C 1 month
and 5 °C
Bromide and Cool to
bromine P or G 100 between 1 °C 1 month
compounds and 5 °C
Keep samples stored
in the dark.
Cool to
The analysis should
Bromine residual
P or G 500 between 1 °C 24 h
be carried out on-
and 5 °C
site, within 5 min of
sample collection.
Acidify to
P acid-washed or
c
Cadmium
100 between pH 1 1 month 6 months
BG acid-washed.
to 2 with HNO
Table 1 (continued)
Maximum
recommended
Typical volume
Determinand to Preservation preservation
a
(ml) and filling Comments
Type of container
be studied technique time before
b
technique
analysis after
preservation
Acidify to
Calcium between pH 1
P or G 100 1 month
to 2 with HNO
Cool to If the sample is
G solvent-washed 1 000 between 1 °C 14 days chlorinated, for each
and 5 °C. 1 000 ml of sample
Carbamate
add 80 mg of
pesticides
Na S O ⋅5H O to
Freeze to 2 2 3 2
P 1 000 1 month
the container prior to
− 20 °C.
analysis.
Cool to Determination
Fill container
Carbon dioxide P or G between 1 °C 24 h preferably carried out
completely to
and 5 °C. on-site.
exclude air.
Acidify to Acidification to pH 1
between pH 1 to 2 with H PO is
3 4
to 2 with suitable.
P or G 100 7 days
H SO , cool to
2 4
If volatile organic
Carbon, total
between 1 °C
compounds are
organic (TOC)
and 5 °C.
suspected,
acidification is not
Freeze to
P 100 1 month suitable. Analyse
− 20 °C
within 8 h.
Acidify to
between pH 1
c
P or G 100 1 month
6 months
to 2 with
Chemical oxygen
H SO
demand (COD) 2 4
Freeze to
c
P 100 1 month 6 months
− 20 °C
Keep samples stored
in the dark.
The analysis should
Chloramine
P or G 500 5 min
be carried out on-
site, within 5 min of
sample collection.
Cool to
Chlorate
P or G 500 between 1 °C 7 days
and 5 °C.
Chloride P or G 100 1 month
12 © ISO 2003 — All rights reserved
Table 1 (continued)
Maximum
recommended
Typical volume
Determinand to Preservation preservation
a
(ml) and filling Comments
Type of container
be studied technique time before
b
technique
analysis after
preservation
If the sample is
Acidify to
chlorinated, for each
between pH 1 24 h
250 ml of sample,
to 2 with HCl.
add 20 mg of
Na S O ⋅5H O to
2 2 3 2
Chlorinated G, head-space vials
the container prior to
Fill container
solvents with PTFE caps
analysis.
completely to
Cool to
exclude air.
between 1 °C
24 h
For purge and trap,
and 5 °C
HCl interferes. See
specific standard for
preservation.
Keep samples stored
in the dark.
The analysis should
Chlorine dioxide P or G 500 5 min
be carried out in the
field, within 5 min of
sample collection.
Keep samples stored
in the dark.
The analysis should
Chlorine, residual P or G 500 5 min
be carried out in the
field, within 5 min of
sample collection.
Keep samples stored
in the dark.
Cool to
The analysis should
Chlorite P or G 500 between 1 °C 5 min
be carried out on-
and 5 °C
site, within 5 min of
sample collection.
Cool to
P or G 1 000 between 1 °C 24 h
and 5 °C
After filtration
and extraction
Transport in amber
Chlorophyll P 1 000 with hot 1 month
coloured bottles.
ethanol, freeze
to − 20 °C.
After filtration,
P 1 000 freeze to 1 month
− 80 °C
Acidify to
P acid-washed or
c
Chromium
100 between pH 1 1 month 6 months
G acid-washed
to 2 with HNO
Reduction and
Cool to oxidation during
P acid-washed or
Chromium (VI) 100 between 1 °C 24 h storage can change
G acid-washed
and 5 °C the sample
concentration.
Table 1 (continued)
Maximum
recommended
Typical volume
Determinand to Preservation preservation
a
(ml) and filling Comments
Type of container
be studied technique time before
b
technique
analysis after
preservation
Acidify to
P acid-washed or
c
Cobalt between pH 1
100 1 month 6 months
BG acid-washed
to 2 with HNO
Keep samples stored
in the dark.
In case of
Cool to
groundwater, rich
Colour P or G 500 between 1 °C 5 days
with iron(II), analysis
and 5 °C
should be carried out
on-site, within 5 min
of sample collection
Cool to
P or BG
Analysis preferably
Fill container
Conductivity
between 1 °C 24 h
be carried out on-site
completely to
and 5 °C
exclude air.
Acidify to
P acid-washed or
c
Copper 100 between pH
...
NORME ISO
INTERNATIONALE 5667-3
Troisième édition
2003-12-15
Qualité de l'eau — Échantillonnage —
Partie 3:
Lignes directrices pour la conservation et
la manipulation des échantillons d'eau
Water quality — Sampling —
Part 3: Guidance on the preservation and handling of water samples
Numéro de référence
©
ISO 2003
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Web www.iso.org
Publié en Suisse
ii © ISO 2003 — Tous droits réservés
Sommaire Page
Avant-propos. iv
Introduction . vi
1 Domaine d'application. 1
2 Références normatives. 1
3 Conservation des échantillons. 1
4 Recommandations. 9
5 Identification des échantillons . 10
6 Transport des échantillons . 10
7 Réception des échantillons . 10
Annexe A (informative) Étude néerlandaise sur les durées de conservation prolongée . 33
Bibliographie . 36
Avant-propos
L'ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d'organismes nationaux de
normalisation (comités membres de l'ISO). L'élaboration des Normes internationales est en général confiée
aux comités techniques de l'ISO. Chaque comité membre intéressé par une étude a le droit de faire partie du
comité technique créé à cet effet. Les organisations internationales, gouvernementales et non
gouvernementales, en liaison avec l'ISO participent également aux travaux. L'ISO collabore étroitement avec
la Commission électrotechnique internationale (CEI) en ce qui concerne la normalisation électrotechnique.
Les Normes internationales sont rédigées conformément aux règles données dans les Directives ISO/CEI,
Partie 2.
La tâche principale des comités techniques est d'élaborer les Normes internationales. Les projets de Normes
internationales adoptés par les comités techniques sont soumis aux comités membres pour vote. Leur
publication comme Normes internationales requiert l'approbation de 75 % au moins des comités membres
votants.
L'attention est appelée sur le fait que certains des éléments du présent document peuvent faire l'objet de
droits de propriété intellectuelle ou de droits analogues. L'ISO ne saurait être tenue pour responsable de ne
pas avoir identifié de tels droits de propriété et averti de leur existence.
L'ISO 5667-3 a été élaborée par le comité technique ISO/TC 147, Qualité de l'eau, sous-comité SC 6,
Échantillonnage (méthodes générales).
Cette troisième édition annule et remplace la deuxième édition (ISO 5667-3:1994), dont elle constitue une
révision technique.
L'ISO 5667 comprend les parties suivantes, présentées sous le titre général Qualité de l'eau —
Échantillonnage:
Partie 1: Guide général pour l'établissement des programmes d'échantillonnage
Partie 2: Guide général sur les techniques d'échantillonnage
Partie 3: Lignes directrices pour la conservation et la manipulation des échantillons d’eau
Partie 4: Guide pour l'échantillonnage des eaux des lacs naturels et des lacs artificiels
Partie 5: Guide pour l'échantillonnage de l’eau potable et de l’eau utilisée dans l’industrie alimentaire et
des boissons
Partie 6: Guide pour l'échantillonnage des rivières et des cours d'eau
Partie 7: Guide général pour l'échantillonnage des eaux et des vapeurs dans les chaudières
Partie 8: Guide général pour l'échantillonnage des dépôts humides
Partie 9: Guide général pour l'échantillonnage des eaux marines
Partie 10: Guide pour l'échantillonnage des eaux résiduaires
Partie 11: Guide général pour l'échantillonnage des eaux souterraines
Partie 12: Guide général pour l'échantillonnage des sédiments
iv © ISO 2003 — Tous droits réservés
Partie 13: Guide pour l'échantillonnage de boues provenant d'installations de traitement de l'eau et des
eaux usées
Partie 14: Lignes directrices pour le contrôle de la qualité dans l'échantillonnage et la manutention des
eaux environnementales
Partie 15: Guide général pour la préservation et le traitement des échantillons de boues et de sédiments
Partie 16: Lignes directrices pour les essais biologiques des échantillons
Partie 17: Lignes directrices pour l'échantillonnage des sédiments en suspension
Partie 18: Lignes directrices pour l’échantillonnage des eaux souterraines sur des sites contaminés
Partie 19: Lignes directrices pour l'échantillonnage des sédiments en milieu marin
Introduction
La présente partie de l’ISO 5667 est destinée à être utilisée conjointement avec l’ISO 5667-1 et l’ISO 5667-2
qui traitent respectivement de la conception des programmes d’échantillonnage et des techniques
d’échantillonnage.
vi © ISO 2003 — Tous droits réservés
NORME INTERNATIONALE ISO 5667-3:2003(F)
Qualité de l'eau — Échantillonnage —
Partie 3:
Lignes directrices pour la conservation et la manipulation des
échantillons d'eau
1 Domaine d'application
La présente partie de l’ISO 5667 donne des lignes directrices générales sur les précautions à prendre pour
conserver et transporter toutes les sortes d’échantillons d’eau, y compris ceux destinés aux analyses
biologiques, à l’exclusion de ceux destinés aux analyses microbiologiques.
Ces lignes directrices s’appliquent en particulier chaque fois qu’un échantillon ponctuel ou composite ne peut
être analysé sur site et doit être transporté vers un laboratoire pour analyse.
2 Références normatives
Les documents de référence suivants sont indispensables pour l'application du présent document. Pour les
références datées, seule l'édition citée s'applique. Pour les références non datées, la dernière édition du
document de référence s'applique (y compris les éventuels amendements).
ISO 3696:1987, Eau pour laboratoire à usage analytique — Spécification et méthodes d'essai
ISO 5667-1:1980, Qualité de l'eau — Échantillonnage — Partie 1: Guide général pour l'établissement des
programmes d'échantillonnage
ISO 5667-2:1991, Qualité de l'eau — Échantillonnage — Partie 2: Guide général sur les techniques
d'échantillonnage
ISO 5667-14:1998, Qualité de l'eau — Échantillonnage — Partie 14: Lignes directrices pour le contrôle de la
qualité dans l'échantillonnage et la manutention des eaux environnementales
ISO 5667-16:1998, Qualité de l'eau — Échantillonnage — Partie 16: Lignes directrices pour les essais
biologiques des échantillons
Guide ISO 34:2000, Exigences générales pour la compétence des producteurs de matériaux de référence
3 Conservation des échantillons
3.1 Considérations générales
Toutes les eaux, en particulier les eaux superficielles, les eaux résiduaires et les eaux souterraines, sont
susceptibles de se modifier par suite de réactions physiques, chimiques ou biologiques qui peuvent avoir lieu
entre l’instant du prélèvement et le début de l’analyse. La nature et l’intensité de ces réactions sont souvent
telles que, si les précautions nécessaires ne sont pas prises pendant l’échantillonnage, le transport et le
stockage (pour des éléments à doser spécifiques), les concentrations déterminées peuvent être différentes de
ce qu’elles étaient au moment du prélèvement.
L’importance de ces modifications dépend de la nature chimique et biologique de l’échantillon, de sa
température, de son exposition à la lumière, de la nature du récipient qui le contient, du temps qui sépare le
prélèvement de l’analyse, et des conditions auxquelles il est soumis, par exemple l’agitation au cours du
transport. D’autres causes spécifiques de variations existent et sont énumérées ci-après.
a) La présence de bactéries, d’algues et d’autres organismes, qui peuvent consommer certains constituants
des échantillons. Ces organismes peuvent aussi modifier la nature des constituants et donner ainsi
naissance à de nouveaux constituants. Cette activité biologique affecte, par exemple, les teneurs en
oxygène dissous, en dioxyde de carbone dissous et en différents composés dissous, ainsi qu’en azote,
en phosphore et parfois en silicium.
b) Certains composés peuvent être oxydés par l’oxygène dissous présent dans les échantillons ou par
l’oxygène de l’air [par exemple les composés organiques, le fer(II) et les sulfures].
c) Certaines substances peuvent quitter la phase dissoute par précipitation [par exemple le carbonate de
calcium, les métaux ou les composés métalliques tels que AI(OH) ] ou s’échapper des échantillons par
évaporation (par exemple l’oxygène, les cyanures et le mercure).
d) Le pH et la conductivité peuvent être modifiés et la teneur en dioxyde de carbone dissous peut varier à
cause de l’absorption du dioxyde de carbone de l’air.
e) Les métaux dissous ou à l’état colloïdal, ainsi que certains composés organiques peuvent être adsorbés
de façon irréversible à la surface des récipients ou des matières solides contenues dans les échantillons.
f) Les produits polymérisés peuvent se dépolymériser et, inversement, les composés simples peuvent se
polymériser.
Il s’ensuit que les variations relatives à un constituant donné seront plus ou moins importantes et rapides, non
seulement en fonction des types d’eaux, mais aussi, pour un même type d’eau, en fonction des conditions
saisonnières.
Il convient d’insister sur le fait que ces variations sont souvent suffisamment rapides pour que l’échantillon soit
considérablement modifié en peu de temps. Il est donc indispensable de prendre, dans tous les cas, les
précautions nécessaires pour que ces réactions soient les plus faibles possible et, dans le cas de nombreux
paramètres devant être déterminés, d’analyser l’échantillon le plus rapidement possible.
Le stockage des échantillons d’eau étant nécessaire pour un certain nombre de raisons, il faut en général
faire appel, parmi les diverses méthodes de conservation possibles, à une méthode n’introduisant pas de
contamination.
Les eaux superficielles et les eaux souterraines peuvent être plus efficacement conservées. Dans le cas
d’eaux potables, le problème de conservation se résout aisément par refroidissement, du fait que ces eaux
sont moins susceptibles d'être l'objet de réactions biologiques et chimiques.
Dans de nombreux cas, si les échantillons sont analysés dans les 24 h, la technique de conservation
consistant à les refroidir à une température comprise entre 1 °C et 5 °C suffit. Il convient que les effluents de
stations d’épuration urbaines ou industrielles soient toujours stabilisés immédiatement après l'échantillonnage,
compte tenu de la forte activité biologique dans ces échantillons.
La présente partie de l’ISO 5667 décrit les techniques et les durées de conservation les plus couramment
utilisées.
[4]
Malgré des investigations conduites en vue de préconiser des méthodes permettant de conserver les
échantillons d’eaux sans que leur composition en soit modifiée, il n’existe pas de ligne directrice couvrant
toutes les situations. Les utilisateurs de méthodes d’essai et de techniques d’analyse particulières décrites
dans les Normes internationales préparées par l’ISO/TC 147 sont encouragés à prendre en considération les
lignes directrices de la présente partie de l’ISO 5667 lors de la prise de décisions relatives à la conservation et
à la manipulation de l’échantillon pour de telles méthodes et techniques.
2 © ISO 2003 — Tous droits réservés
3.2 Précautions à prendre
3.2.1 Choix du récipient
Le choix du récipient est d’une importance capitale et l’ISO 5667-2 donne des lignes directrices à ce sujet.
Les Tableaux 1 à 4 détaillent le type de récipient utilisé pour le prélèvement et la conservation des
échantillons. Il convient d’appliquer les considérations relatives au choix d’un matériau approprié pour le
récipient également au choix des matériaux des couvercles. Les lignes directrices données ici sont destinées
à aider au choix des récipients à usage général.
Il convient de choisir les récipients utilisés pour prélever et stocker les échantillons après avoir pris en compte
les critères principaux suivants (en particulier lorsque les analytes sont présents à l’état de traces).
a) Réduire au minimum la contamination de l’échantillon par le récipient ou par le matériau du bouchon, par
exemple par extraction des constituants inorganiques provenant du verre (en particulier du verre blanc) et
des composés organiques et des métaux provenant de matières plastiques. Certains bouchons colorés
peuvent contenir des niveaux significatifs de métaux lourds.
b) Pouvoir nettoyer et traiter les parois du récipient pour réduire la contamination de la surface par des
constituants à l’état de traces, par exemple les métaux lourds ou les radionucléides.
c) Inertie chimique et biologique du récipient et du matériau du bouchon afin d’empêcher ou de réduire au
minimum les réactions entre les constituants de l’échantillon et le récipient.
d) Les récipients peuvent également provoquer des modifications de la concentration des constituants par
adsorption ou absorption d’analytes. Les métaux à l’état de traces sont particulièrement sensibles à ces
effets, mais d’autres analytes (par exemple les détergents, les pesticides, les phosphates) peuvent aussi
être affectés.
Il convient de consulter le personnel du laboratoire pour connaître les lignes directrices relatives au choix des
récipients pour les échantillons et pour le matériel d’échantillonnage.
Il convient également de prendre en compte d’autres facteurs, comme la résistance aux températures
extrêmes, la résistance à la rupture, la facilité de scellement et de réouverture, la taille, la forme, le poids, la
disponibilité, le coût, le potentiel de nettoyage et de réutilisation.
Il convient de toujours prendre, conserver et analyser des récipients à blanc, à titre de contrôle de l’aptitude
du récipient et des modes opératoires de conservation (voir l’ISO 5667-14).
3.2.2 Préparation des récipients
3.2.2.1 Généralités
Il convient de valider tous les modes opératoires de préparation pour s’assurer qu’aucune interférence
positive ou négative ne se produit. À cet effet, il convient d’analyser au minimum
a) des blancs;
b) des échantillons contenant des niveaux connus des analytes concernés.
Si des récipients jetables ou à usage unique ne peuvent pas être utilisés, il est préférable de réserver un jeu
de récipients pour un élément à doser particulier, ce qui réduit au minimum les risques de contamination
croisée. Il convient de faire attention à ce qu’un récipient ayant contenu préalablement un échantillon avec
une concentration élevée d’un élément à doser ne contamine pas un échantillon ultérieur contenant une faible
concentration du même élément.
Il peut être nécessaire de nettoyer les récipients neufs avec de l’eau additionnée d’un détergent pour ôter la
poussière et les résidus du matériau d’emballage, puis de rincer abondamment avec de l’eau d’une qualité
appropriée. L’utilisation de réactifs de nettoyage et de solvants peut provoquer des interférences, par exemple
une contamination résiduelle par des détergents contenant des phosphates lors d’analyses de nutriments. Si
des réactifs de nettoyage ou des solvants sont utilisés, il convient qu’ils soient d’une qualité appropriée. Pour
la détermination de la teneur en silicium, en bore et en agents de surface, il convient de ne pas utiliser de
détergents pour le nettoyage.
3.2.2.2 Récipients en matière plastique ou en verre lavés au détergent
Il convient d’appliquer le mode opératoire suivant.
a) Laver le récipient et le bouchon avec une solution diluée de détergent et d’eau.
b) Rincer abondamment avec de l’eau du robinet.
c) Rincer deux fois avec de l’eau d’une qualité appropriée.
d) Vider entièrement et replacer le bouchon.
Des lave-vaisselle automatiques peuvent être utilisés pour ce mode opératoire.
3.2.2.3 Récipients en verre lavés au solvant
AVERTISSEMENT — Les solvants organiques peuvent être dangereux. Mettre à disposition les
équipements appropriés pour leur manipulation et les manipuler avec précaution.
Il convient d’appliquer le mode opératoire suivant.
a) Laver le récipient et le bouchon avec une solution diluée de détergent et d’eau du robinet.
b) Rincer abondamment avec de l’eau du robinet.
c) Rincer deux fois avec de l’eau d’une qualité appropriée et sécher.
d) Rincer avec de l’acétone d’une qualité appropriée et vider.
e) Rincer avec un solvant adapté d’une qualité appropriée, sécher et replacer immédiatement le bouchon.
Il convient que le solvant soit compatible avec les analytes concernés et avec la méthode analytique utilisée.
3.2.2.4 Récipients en matière plastique ou en verre lavés à l’acide
Il convient d’appliquer le mode opératoire suivant.
a) Laver le récipient et le bouchon avec une solution diluée de détergent et d’eau du robinet.
b) Rincer abondamment avec de l’eau du robinet.
c) Rincer avec une solution aqueuse d’acide nitrique à 10 %.
d) Vider et remplir complètement avec une solution aqueuse d’acide nitrique à 10 %.
e) Fermer avec le bouchon et laisser reposer pendant au moins 24 h.
f) Vider le récipient, rincer avec de l’eau d’une qualité appropriée, et replacer immédiatement le bouchon.
4 © ISO 2003 — Tous droits réservés
Certains fabricants fournissent des récipients accompagnés d’une garantie de propreté. Ces récipients
peuvent ne pas nécessiter de nettoyage ou de rinçage supplémentaire dans la mesure où le fabricant fournit
ces récipients bouchés.
Des machines automatiques de nettoyage à l’acide chaud peuvent être utilisées pour ce mode opératoire.
3.2.3 Remplissage des récipients
Pour les échantillons nécessitant la détermination de paramètres physico-chimiques, remplir complètement le
récipient et le boucher de manière qu’il n’y ait pas d’air au-dessus de l’échantillon. Cela réduit l’interaction
avec la phase gazeuse et minimise l’agitation de l’échantillon au cours du transport.
Il convient de ne pas remplir complètement les récipients lorsque la congélation fait partie du mode opératoire
de stabilisation des échantillons (voir 3.2.6).
3.2.4 Manipulation et conservation des échantillons destinés à un examen biologique
La manipulation des échantillons destinés à un examen biologique est différente de celle des échantillons
nécessitant une analyse chimique. Des produits chimiques peuvent être ajoutés aux échantillons destinés à
un examen biologique pour la fixation ou la conservation de ces derniers. Le terme «fixation» fait référence à
la protection des structures morphologiques, alors que le terme «conservation» fait référence à la protection
de la matière organique contre les dégradations biochimiques ou chimiques. Par définition, les conservateurs
(ou agents de conservation) sont toxiques, et leur ajout peut entraîner la mort des organismes vivants. Du fait
de cette agression, les organismes les plus fragiles, dépourvus de parois cellulaires robustes, peuvent se
rompre avant que la fixation ne soit achevée. Afin de réduire cet effet, il est important que l’agent de fixation
pénètre rapidement dans la cellule. Certains conservateurs tels que les solutions acides de Lugol peuvent
entraîner la perte de certains groupes taxonomiques d’organismes, ce qui peut constituer un problème
pendant certaines périodes de l’année dans certaines régions. Ce problème peut être résolu en utilisant un
conservateur supplémentaire, tel que des solutions alcalines de Lugol, par exemple pendant la période
estivale où des silico-flagellés peuvent être fréquemment observés.
Il convient que la conservation des échantillons destinés à un examen biologique remplisse les critères
suivants:
a) il convient de connaître à l’avance l’effet du conservateur sur la perte des organismes;
b) il convient que le conservateur empêche efficacement la dégradation biologique de la matière organique
au moins pendant la durée de stockage des échantillons;
c) il convient que le conservateur permette une étude convenable des groupes taxonomiques d’organismes
au moins pendant la durée de stockage des échantillons.
3.2.5 Manipulation et conservation des échantillons destinés à une analyse radiochimique
AVERTISSEMENT — Les mesures de sécurité et le blindage sont fonction de l’activité de l’échantillon.
La manipulation d’échantillons destinés à une analyse radiochimique est peu différente de celle d’échantillons
destinés à une analyse physico-chimique. Les mesures de sécurité dépendent de la nature de la radioactivité
de l’échantillon. Les techniques de conservation de ces échantillons dépendent du type d’émission et de la
durée de demi-vie des radionucléides concernés.
3.2.6 Réfrigération ou congélation des échantillons
La réfrigération ou la congélation des échantillons est efficace uniquement si elle est appliquée
immédiatement après le prélèvement des échantillons. Cela nécessite l’emploi de conteneurs réfrigérés ou de
réfrigérateurs sur le site d’échantillonnage. Lorsqu’une température de réfrigération est donnée, il s’agit de la
température de l’environnement de l’échantillon (et non de celle de l’échantillon lui-même).
Une simple réfrigération de l’échantillon (dans de la glace fondante ou dans un réfrigérateur à température
comprise entre 1 °C et 5 °C) et un stockage de l’échantillon à l’abri de la lumière suffisent, dans la plupart des
cas, à préserver l’échantillon durant son transport au laboratoire. La réfrigération ne peut pas être considérée
comme un moyen de conservation à long terme, particulièrement dans le cas d’échantillons d’eaux
résiduaires (voir le Tableau 1). Il convient de maintenir et de conserver l’échantillon à une température
inférieure à celle observée lors du prélèvement ou du remplissage du récipient.
Une petite quantité de glace n’a pas beaucoup d’effet réfrigérant sur un grand volume d’eau chaude.
Lorsqu’un échantillon contient des éléments à doser susceptibles d'être affectés par une activité biologique, et
lorsque la conservation sur site n’est pas possible, il convient de relever la température de l’échantillon
immédiatement à l’arrivée au laboratoire. Cela est particulièrement important si le transport des échantillons
dure plusieurs heures. Il convient d’analyser ou de réfrigérer les échantillons immédiatement à la réception au
laboratoire. Pendant le transport, il convient d’enregistrer la température de l'enceinte réfrigérée.
En général, le stockage des échantillons à une température inférieure à - 20 °C permet d’augmenter la durée
de conservation. Si des échantillons sont destinés à être congelés, il convient que le récipient soit en matière
plastique et qu’il ne soit pas complètement rempli. Cela réduit le risque d’endommagement du récipient. Pour
certains analytes, tels que les nutriments devant être déterminés, la congélation de l’échantillon est la
méthode de conservation à privilégier. Dans ce cas, la congélation rapide avec de la glace sèche est un mode
opératoire satisfaisant. La congélation des échantillons n’est pas un mode opératoire approprié pour les
échantillons nécessitant l’analyse de substances volatiles ou si les échantillons contiennent des cellules ou
des bactéries ou des algues microscopiques, qui peuvent se rompre et perdre des constituants cellulaires
pendant la congélation. Néanmoins, il est nécessaire de contrôler les modalités de congélation et de
décongélation pour que l’échantillon retrouve son équilibre initial après la décongélation. Dans ce cas,
l’utilisation de récipients en plastique (par exemple en chlorure de polyvinyle ou en polyéthylène) est vivement
recommandée. Pour la décongélation des échantillons, voir l’ISO 5667-16.
3.2.7 Filtration ou centrifugation des échantillons
Les matières en suspension, les sédiments, les algues et autres micro-organismes peuvent être éliminés, soit
au moment du prélèvement, soit immédiatement après celui-ci, par filtration des échantillons sur membrane
filtrante (par exemple du papier, du polytétrafluoroéthylène, du verre) ou par centrifugation. La filtration n’est
évidemment pas applicable si la membrane filtrante est susceptible de retenir un ou plusieurs des constituants
à analyser. De même, il est essentiel que le système d’assemblage de la membrane filtrante ne soit pas une
cause de contamination et qu’il soit soigneusement lavé avant emploi, et ce de manière compatible avec la
méthode finale d’analyse.
Par ailleurs, la filtration peut être nécessaire pour permettre la détermination de la proportion des formes
solubles et insolubles d’un analyte (par exemple fractions métalliques solubles et insolubles).
La décantation de l’échantillon n’est pas recommandée comme une alternative à la filtration.
Il convient d’employer les membranes filtrantes avec précaution car certains composés de métaux lourds et
du matériel organique peuvent être adsorbés à la surface de la membrane filtrante, de même que des
composés solubles de la membrane filtrante (agents de surface, par exemple) peuvent s'introduire dans
l'échantillon par extraction.
3.2.8 Ajout de conservateurs
Certains constituants physiques et chimiques peuvent être stabilisés par l’ajout de composés chimiques
sélectifs, soit directement dans l’échantillon après le prélèvement, soit au préalable, dans le récipient vide.
Les réactifs particuliers, requis pour la conservation spécifique de certains constituants (par exemple le
dosage de l’oxygène, des cyanures totaux et des sulfures), nécessitent une conservation de l’échantillon sur
le lieu de prélèvement.
Il est essentiel que les conservateurs utilisés n'interfèrent pas lors de l’analyse; des essais destinés à vérifier
leur compatibilité sont nécessaires en cas de doute. Il convient de tenir compte, lors de l’analyse et du calcul
des résultats, de toute dilution de l’échantillon par ajout de solutions de conservateur. Il est préférable que les
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conservateurs soient ajoutés aux échantillons en solutions concentrées, afin que les volumes utilisés soient
faibles. Dans la plupart des cas, cela permet de négliger la dilution correspondante. L’utilisation de
conservateurs solides, par exemple d’hydroxyde de sodium, doit être évitée car elle peut provoquer un
échauffement local de l’échantillon et donc avoir un effet néfaste.
Le fait que l’ajout de ces agents peut modifier la nature chimique ou physique des constituants signifie que
ces modifications éventuelles ne sont pas incompatibles avec l’objet des déterminations ultérieures. Par
exemple, l’acidification pouvant solubiliser des constituants colloïdaux ou des solides, il convient de l’utiliser
avec précaution si les analyses visent à doser des constituants dissous et donc seulement pour cette raison.
Pour les ions dissous, il est essentiel de filtrer l’échantillon avant l’ajout de conservateur. De même, il convient
de prendre des précautions si l’objet de l’analyse est la détermination de la toxicité d’un échantillon vis-à-vis
d’animaux aquatiques, dans la mesure où certains composés, en particulier les composés de métaux lourds,
sont plus toxiques sous forme ionique. Il convient donc d’analyser les échantillons dès que possible.
Il est essentiel de prévoir la réalisation d’un essai à blanc, notamment dans le cas des dosages d’éléments à
l’état de traces, afin de tenir compte de l’apport éventuel par les conservateurs d’une quantité supplémentaire
de l’élément à doser (par exemple les acides peuvent apporter une quantité non négligeable d’arsenic, de
plomb et de mercure). Dans de tels cas, il convient de conserver des échantillons des conservateurs utilisés
pour traiter les échantillons d’eaux, en vue de les utiliser pour la préparation des essais à blanc.
3.3 Réactifs
AVERTISSEMENT — Certains conservateurs (par exemple les acides, les bases, le formaldéhyde)
doivent être utilisés avec précaution. Il convient que le personnel réalisant l’échantillonnage soit
averti des dangers potentiels, et que des procédures de sécurité appropriées soient suivies.
Les réactifs suivants sont utilisés pour la stabilisation des échantillons. Ils ne doivent être préparés que
conformément aux exigences relatives aux échantillonnages individuels. Sauf spécification contraire, il
convient que tous les réactifs utilisés soient au minimum de qualité analytique et que l’eau soit de qualité 2 au
moins conformément à l’ISO 3696:1987. Les acides auxquels il est fait référence dans la présente partie de
l’ISO 5667 sont les acides «concentrés» du commerce.
Il convient que tous les réactifs comportent une «date de péremption» et que cette dernière ne soit pas
dépassée. La date de péremption correspond à une période pendant laquelle le réactif est utilisable, dans la
mesure où il est stocké correctement. Il convient de jeter tout réactif qui n’a pas été complètement utilisé à
l’expiration du délai de péremption.
Contrôler le distributeur de réactif de manière périodique et éliminer tout réactif dont le distributeur se révèle
inapproprié.
Entre les déplacements sur le terrain, il convient que les réactifs soient conservés dans des armoires propres
et sûres, afin d’empêcher toute contamination.
Il est essentiel que tous les échantillons nécessitant la détermination du même paramètre soient conservés
ensemble.
Après avoir ajouté le conservateur, il convient d’étiqueter chaque échantillon en conséquence, car il peut n’y
avoir aucun signe visible indiquant qu’un échantillon a été stabilisé ou non.
3.3.1 Solides
3.3.1.1 Thiosulfate de sodium pentahydraté (Na S O ,5H O).
2 2 3 2
3.3.1.2 Acide ascorbique (C H O ).
6 8 6
3.3.1.3 Hydroxyde de sodium (NaOH).
3.3.1.4 Dichromate de potassium (K Cr O ).
2 2 7
3.3.1.5 Sulfate de cuivre (CuSO ).
3.3.1.6 Tétraborate de sodium (Na B O ,10H O).
2 4 7 2
3.3.1.7 Hexaméthylènetétramine (hexamine, urotropine) (C H N ).
6 12 4
3.3.2 Solutions
3.3.2.1 Solution d’acétate de zinc (r = 0,10 g/ml) (C H O Zn).
4 6 4
3.3.2.2 Acide orthophosphorique (r = 1,7 g/ml) (H PO ).
3 4
3.3.2.3 Acide chlorhydrique (r = 1,16 g/ml) (HCl).
3.3.2.4 Acide nitrique (r = 1,42 g/ml) (HNO ).
3.3.2.5 Acide sulfurique (8 mol/l) (H SO ).
2 4
3.3.2.6 Solution d’hydroxyde de sodium (r = 0,40 g/ml) (NaOH).
3.3.2.7 Solution de formaldéhyde (fraction volumique de 37 %) (formol) (CH O).
AVERTISSEMENT — Prendre garde aux vapeurs de formaldéhyde. Ne pas conserver un grand nombre
d’échantillons dans une petite zone de travail.
3.3.2.8 Solution aqueuse de sel disodique d’acide éthylène diamine tétraacétique (EDTA)
(r = 0,025 g/ml) (C H N Na O ,2H O).
10 14 2 2 8 2
3.3.2.9 Éthanol (fraction volumique de 96 %).
3.3.2.10 Solution (alcaline) de Lugol, avec acétate de sodium.
3.3.2.11 Solution (acide) de Lugol, avec acide acétique.
3.4 Stockage prolongé des échantillons
Le décompte de la durée de conservation maximale recommandée jusqu’au début de l’analyse commence
immédiatement après le prélèvement de l’échantillon.
Pour certaines juridictions, il est exigé que les échantillons soient conservés pendant une durée prescrite.
Malgré les implications de cette exigence légale sur l’analyse, elle a priorité sur les lignes directrices données
dans la présente partie de l’ISO 5667.
Lorsque les échantillons sont analysés après la durée de conservation maximale recommandée, il est
essentiel que les résultats soient accompagnés d’une déclaration que ces résultats analytiques peuvent ne
pas refléter la concentration présente au moment du prélèvement.
De plus, lorsque les laboratoires rapportent des données issues d’analyses effectuées après la date de
conservation maximale recommandée, il est essentiel que le résultat analytique soit accompagné d’une
déclaration que cette durée de conservation maximale recommandée a été dépassée.
Une durée de stockage prolongée peut être appropriée si le laboratoire peut démontrer qu’il n’existe pas de
différence entre le résultat d’un essai effectué après une durée de conservation prolongée et celui d’un essai
effectué au cours de la durée de conservation donnée par la présente partie de l’ISO 5667. Les modes
opératoires à utiliser pour établir l’homogénéité et la stabilité sont décrits dans le Guide ISO 34.
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3.5 Lignes directrices d’ordre général
Il convient que le personnel ne soit pas autorisé à fumer à proximité des échantillons; de plus, il convient de
ne pas placer les échantillons près d’une source d’échappement de moteur.
Il convient de ne pas placer d’échantillons ouverts (par exemple pendant la filtration ou la stabilisation) près
d’un ventilateur ou d’un système d’air conditionné, ou à proximité d’aliments ou de boissons.
Si du matériel réutilisable (tel que des godets pour échantillons) est employé entre et pendant chaque
utilisation, il est recommandé de le décontaminer et de le nettoyer.
Il convient de ne pas toucher les surfaces intérieures des flacons ou des bouchons avec les doigts ou un objet.
Il est essentiel que les flacons vides soient stockés et transportés fermés hermétiquement par leur bouchon.
Il convient de ne pas placer de matière étrangère dans les flacons d’échantillonnage. Lorsqu’un mesurage
(par exemple de température ou de pH) doit être effectué hors d’un flacon, il convient d’utiliser pour cela un
récipient spécifique, et de jeter l’échantillon utilisé pour le mesurage. Il ne convient en aucun cas d’effectuer
un mesurage sur site et de replacer l’échantillon dans le récipient destiné à être envoyé ultérieurement au
laboratoire pour analyse.
Il convient de rechercher minutieusement la présence des particules de grande taille telles que des feuilles ou
des détritus dans les échantillons. Si leur présence est décelée, il convient de jeter l’échantillon et d’en
prélever un nouveau.
Il convient d’examiner minutieusement les réactifs de stabilisation, car la contamination peut parfois être
révélée par un changement de couleur, par exemple. Si une contamination est suspectée, il convient de jeter
le réactif.
4 Recommandations
Pour les échantillons nécessitant l’analyse de certains paramètres organiques devant être déterminés, il peut
être intéressant d’effectuer une première extraction sur site. D’autres modes opératoires, comme les
techniques d’adsorption ou la collecte d’espace de tête sur site, peuvent être utilisés le cas échéant.
Comme spécifié en 3.1, il est impossible de donner des lignes directrices pour la durée de stockage ou la
nature des récipients d’échantillonnage pour toutes les techniques de conservation. L’efficacité des procédés
de conservation dépend non seulement des constituants qui doivent être analysés et de leurs teneurs, mais
encore de la nature de l’échantillon. Dans tous les cas, il est essentiel que la méthode de conservation soit
compatible avec les techniques d’analyse utilisées. L’un des objectifs des Tableaux 1 à 4 est de décrire les
techniques de conservation les plus couramment utilisées.
Le Tableau 2 donne des lignes directrices supplémentaires sur les techniques de conservation appropriées
applicables à une série de paramètres devant être déterminés. Il n’est toutefois pas raisonnable ni logique
d’associer des éléments à doser organiques et inorganiques, à cause de la manière dont les laboratoires
effectuent ces déterminations.
Les paramètres biologiques à déterminer sont généralement nombreux et varient parfois d’une espèce
biologique à l’autre. Pour cette raison, il est impossible de dresser une liste exhaustive de toutes les
précautions qu’il convient de prendre afin de conserver les échantillons destinés à une analyse biologique.
Les indications du Tableau 3 ne concernent donc que certains paramètres devant être déterminés
généralement étudiés pour divers groupes d’animaux ou de végétaux.
Il convient de rappeler qu’avant de mener toute étude approfondie, il est indispensable de sélectionner les
paramètres pertinents devant être déterminés.
Le Tableau 4 donne les techniques généralement appropriées pour la conservation des échantillons
radioactifs.
Il convient qu’il n’y ait pas de différence statistiquement significative entre les résultats de dosages effectués
immédiatement après le prélèvement et les résultats qui seront obtenus après conservation. Il convient de
vérifier les résultats en tenant compte de la méthode d’analyse et des lignes directrices données dans la
présente partie de l’ISO 5667.
Les volumes d’échantillon énumérés dans le Tableau 1 représentent les volumes types nécessaires à la
réalisation d’une seule détermination par échantillon. Lorsque, pour un élément à doser, plusieurs méthodes
sont disponibles, le volume d’échantillon indiqué correspond à la méthode qui exige le plus grand volume
d’échantillon. Dans certains cas, il peut être possible de prélever un volume d’échantillon plus petit, mais il
convient alors de consulter le laboratoire avant d’effectuer le prélèvement.
Lorsqu’un échantillon nécessite la détermination de plusieurs paramètres, il est parfois nécessaire de prélever
plusieurs sous-échantillons pour répondre aux exigences de conservation. Il est essentiel de prendre
d’extrêmes précautions pour éviter la contamination croisée. Par exemple, la conservation d’un sous-
échantillon métallique avec de l’acide nitrique contaminera le sous-échantillon destiné à l’analyse des nitrates.
5 Identification des échantillons
Il convient d’étiqueter les récipients contenant les échantillons de façon claire, sans ambiguïté et durable.
Par ailleurs, il peut être nécessaire de noter, au moment de l’échantillonnage, les détails qui permettront
d’interpréter correctement les informations fournies (par exemple date et heure du prélèvement, nom de la
personne chargée de l'échantillonnage, nature et quantité de conservateurs ajoutés). En pratique, l’utilisation
d’étiquettes, de formulaires, etc. préimprimés facilite l’atteinte de ces objectifs.
Il convient que les échantillons particuliers de substances anormales soient repérés de façon claire et
accompagnés d’une description détaillée de l’anomalie constatée. Il est essentiel que les échantillons
contenant des substances dangereuses ou potentiellement dangereuses, par exemple des acides, soient
clairement identifiés comme tels.
6 Transport des échantillons
Il convient que les récipients contenant les échantillons soient protégés et bouchés de sorte que les
échantillons ne se détériorent pas et qu’ils ne perdent aucun de leurs constituants durant le transport. Il
convient que le matériau d’emballage protège les récipients contre toute contamination extérieure et toute
rupture éventuelles, notamment près de l’ouverture du récipient, et qu’il ne soit pas lui-même une source de
contamination. Pendant le transport, il convient de stocker les échantillons suivant les lignes directrices
données aux Tableaux 1 à 4. Dans les cas où les durées de conservation et de transport excèdent la durée
de conservation maximale recommandée avant le début de l’analyse, il convient de consulter le client sur
l’opportunité de l’analyse et, s’il est décidé de procéder à l’analyse, d’indiquer dans le rapport d’essai le temps
écoulé entre le prélèvement et l’analyse.
7 Réception des échantillons
Il convient que le laboratoire établisse si les échantillons ont été réfrigérés pendant le transport et, si possible,
si l’environnement des échantillons a été maintenu à une température comprise entre 1 °C et 5 °C.
Dans tous les cas, et particulièrement lorsqu’une traçabilité doit être établie, il convient de vérifier que le
nombre de récipients reçus au laboratoire correspond au nombre de flacons fournis pour chaque échantillon.
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Tableau 1 — Techniques généralement appropriées pour la conservation des échantillons —
Analyses physico-chimiques et chimiques
Durée de
Paramètres devant Volume type (ml) conservation
Nature du Technique de
être déterminés et technique de maximale Observations
a
récipient conservation
b
à étudier remplissage recommandée
avant analyse
c
500 Réfrigérer 24 h 14 jours
entre 1 °C et
Remplir Il convient d’analyser
5 °C.
complètement le les échantillons de
récipient pour préférence sur site
chasser l’air. (en particulier
Acidité et
P ou V lorsqu’ils sont riches
alcalinité
en gaz dissous).
La réduction et
l’oxydation pendant
le stockage peuvent
modifier l’échantillon.
1 000 Acidifier à un 2 semaines Réaliser l’extraction
pH compris dans le récipient
Ne pas pré-rincer
entre 1 et 2 d’échantillonnage
le récipient avec
avec HCl et dans le cadre du
l’échantillon; les
réfrigérer mode opératoire
analytes adhèrent
entre 1 °C et d’extraction de
à la paroi du
5 °C. l’échantillon.
V avec couvercle ou
flacon.
Herbicides acide
...
Questions, Comments and Discussion
Ask us and Technical Secretary will try to provide an answer. You can facilitate discussion about the standard in here.
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