ISO 23161:2009
(Main)Soil quality - Determination of selected organotin compounds - Gas-chromatographic method
Soil quality - Determination of selected organotin compounds - Gas-chromatographic method
ISO 23161:2009 specifies a gas-chromatographic method for the identification and quantification of organotin compounds (OTCs) in soils as specified in Table 1. The method is also applicable to samples from sediments, sludges and wastes (soil-like materials). The working range depends on the detection technique used and the amount of sample taken for analysis. The limit of quantification for each compound is about 10 µg/kg. Organotin cations can only be determined in accordance with ISO 23161:2009 after derivatization. The anionic part bound to the organotin cation is mainly dependent on the chemical environment and is not determined using this method. The peralkylated organotin compounds behave in a completely different way from their parent compounds. Tetraalkylated organotin compounds which are already peralkylated, such as tetrabutyltin, are determined directly without derivatization.
Qualité du sol — Dosage d'une sélection de composés organostanniques — Méthode par chromatographie en phase gazeuse
L'ISO 23161:2009 spécifie une méthode d'identification et de quantification des composés organostanniques (OTC) dans les sols. Cette méthode est également applicable aux échantillons de sédiments, de boues et de déchets (matières semblables au sol). La plage de travail dépend de la technique de détection utilisée et de la quantité d'échantillon prélevée pour l'analyse. La limite de quantification applicable à chaque composé est d'environ 10 µg/kg. Les cations organostanniques peuvent être dosés conformément à l'ISO 23161:2009 uniquement après dérivation. La partie anionique liée au cation organostannique dépend principalement de l'environnement chimique et n'est pas déterminée par cette méthode. Les composés organostanniques peralkylés se comportent de manière totalement différente de leurs composés parents. Les composés organostanniques tétraalkylés comme le tétrabutylétain, qui sont déjà peralkylés, sont dosés directement, sans dérivation.
General Information
Relations
Frequently Asked Questions
ISO 23161:2009 is a standard published by the International Organization for Standardization (ISO). Its full title is "Soil quality - Determination of selected organotin compounds - Gas-chromatographic method". This standard covers: ISO 23161:2009 specifies a gas-chromatographic method for the identification and quantification of organotin compounds (OTCs) in soils as specified in Table 1. The method is also applicable to samples from sediments, sludges and wastes (soil-like materials). The working range depends on the detection technique used and the amount of sample taken for analysis. The limit of quantification for each compound is about 10 µg/kg. Organotin cations can only be determined in accordance with ISO 23161:2009 after derivatization. The anionic part bound to the organotin cation is mainly dependent on the chemical environment and is not determined using this method. The peralkylated organotin compounds behave in a completely different way from their parent compounds. Tetraalkylated organotin compounds which are already peralkylated, such as tetrabutyltin, are determined directly without derivatization.
ISO 23161:2009 specifies a gas-chromatographic method for the identification and quantification of organotin compounds (OTCs) in soils as specified in Table 1. The method is also applicable to samples from sediments, sludges and wastes (soil-like materials). The working range depends on the detection technique used and the amount of sample taken for analysis. The limit of quantification for each compound is about 10 µg/kg. Organotin cations can only be determined in accordance with ISO 23161:2009 after derivatization. The anionic part bound to the organotin cation is mainly dependent on the chemical environment and is not determined using this method. The peralkylated organotin compounds behave in a completely different way from their parent compounds. Tetraalkylated organotin compounds which are already peralkylated, such as tetrabutyltin, are determined directly without derivatization.
ISO 23161:2009 is classified under the following ICS (International Classification for Standards) categories: 13.080.10 - Chemical characteristics of soils. The ICS classification helps identify the subject area and facilitates finding related standards.
ISO 23161:2009 has the following relationships with other standards: It is inter standard links to ISO 23161:2018. Understanding these relationships helps ensure you are using the most current and applicable version of the standard.
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Standards Content (Sample)
INTERNATIONAL ISO
STANDARD 23161
First edition
2009-09-01
Soil quality — Determination of selected
organotin compounds — Gas-
chromatographic method
Qualité du sol — Dosage d'une sélection de composés
organostanniques — Méthode par chromatographie en phase gazeuse
Reference number
©
ISO 2009
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Contents Page
Foreword .iv
Introduction.v
1 Scope.1
2 Normative references.2
3 Terms and definitions .2
4 Principle.2
5 Reagents.4
5.1 General .4
5.2 Chemicals.4
5.3 Standards .5
5.4 Preparation of reagents and solutions.6
5.5 Clean-up .7
6 Apparatus.7
6.1 Requirements for glassware .7
6.2 Sampling apparatus .8
6.3 Additional apparatus.8
7 Procedure.8
7.1 Sampling and sample pretreatment .8
7.2 Sample extraction.9
7.3 Clean-up of the extract.10
7.4 Determination of dry mass .11
7.5 Measurement .11
8 Calibration.12
9 Recovery rates of the internal standard compounds .12
10 Quantification .13
11 Expression of results.14
12 Precision.14
13 Test report.14
Annex A (informative) Information about the procedure .15
Annex B (informative) Additional clean-up procedures.17
Annex C (informative) Information about typical instrumental conditions .20
Annex D (informative) Information about GC/MS identification.31
Annex E (informative) Validation data .33
Bibliography.37
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards bodies
(ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out through ISO
technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical committee has been
established has the right to be represented on that committee. International organizations, governmental and
non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work. ISO collaborates closely with the
International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of electrotechnical standardization.
International Standards are drafted in accordance with the rules given in the ISO/IEC Directives, Part 2.
The main task of technical committees is to prepare International Standards. Draft International Standards
adopted by the technical committees are circulated to the member bodies for voting. Publication as an
International Standard requires approval by at least 75 % of the member bodies casting a vote.
Attention is drawn to the possibility that some of the elements of this document may be the subject of patent
rights. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights.
ISO 23161 was prepared by Technical Committee ISO/TC 190, Soil quality, Subcommittee SC 3, Chemical
methods and soil characteristics.
iv © ISO 2009 – All rights reserved
Introduction
It is absolutely essential that tests conducted in accordance with this International Standard be carried out by
suitably qualified staff.
It can be noted whether, and to what extent, particular problems will require the specification of additional
boundary conditions.
INTERNATIONAL STANDARD ISO 23161:2009(E)
Soil quality — Determination of selected organotin
compounds — Gas-chromatographic method
WARNING — Persons using this International Standard should be familiar with normal laboratory
practice. This International Standard does not purport to address all of the safety problems, if any,
associated with its use. It is the responsibility of the user to establish appropriate safety and health
practices and to ensure compliance with any national regulatory conditions.
1 Scope
This International Standard specifies a gas-chromatographic method for the identification and quantification of
organotin compounds (OTCs) in soils as specified in Table 1. The method is also applicable to samples from
sediments, sludges and wastes (soil-like materials). The working range depends on the detection technique
used and the amount of sample taken for analysis. The limit of quantification for each compound is about
10 µg/kg.
Table 1 — Organotin compound, which can be determined in accordance with this International
Standard
(4−n)+
R Sn R n Name Acronym
n
a
Organotin cations
3+
BuSn Butyl 1 Monobutyltin cation MBT
2+
Bu Sn Butyl 2 Dibutyltin cation DBT
+
Bu Sn Butyl 3 Tributyltin cation TBT
3+
OcSn Octyl 1 Monooctyltin cation MOT
2+
Oc Sn Octyl 2 Dioctyltin cation DOT
+
Ph Sn Phenyl 3 Triphenyltin cation TPhT
+
Cy Sn Cyclohexyl 3 Tricyclohexyltin cation TCyT
Peralkylated organotin
Bu Sn Butyl 4 Tetrabutyltin TTBT
a
Organotin compounds are measured after derivatization.
NOTE When applying this method to the determination of other organotin compounds not specified in the scope, its
suitability is proven by proper in-house validation experiments, e.g. methyltin compounds. See Table 2. Methyltin cations
are unlikely to evaporate from aqueous solvents, but peralkylated methyltin compounds are volatile and subject to losses
(see C.3). Therefore, additional precautions are established.
Table 2 — Methyltin compounds
(4−n)+
R Sn R n Name Acronym
n
3+
MeSn Methyl 1 Monomethyltin cation MMT
2+
Me Sn Methyl 2 Dimethyltin cation DMT
+
Me Sn Methyl 3 Trimethyltin cation TMT
Organotin cations can only be determined in accordance with this International Standard after derivatization.
The anionic part bound to the organotin cation is mainly dependent on the chemical environment and is not
determined using this method. The peralkylated organotin compounds behave in a completely different way
from their parent compounds. Tetraalkylated organotin compounds which are already peralkylated, such as
tetrabutyltin, are determined directly without derivatization.
The properties, such as particle size distribution, water content and organic matter content of the solids to be
analysed using this International Standard vary widely. Sample pretreatment is designed adequately with
respect to both the properties of the organotin compounds and the matrix to be analysed.
2 Normative references
The following referenced documents are indispensable for the application of this document. For dated
references, only the edition cited applies. For undated references, the latest edition of the referenced
document (including any amendments) applies.
ISO 3696, Water for analytical laboratory use — Specification and test methods
ISO 11465, Soil quality — Determination of dry matter and water content on a mass basis — Gravimetric
method
ISO 16720, Soil quality — Pretreatment of samples by freeze-drying for subsequent analysis
ISO 22892, Soil quality — Guidelines for the identification of target compounds by gas chromatography and
mass spectrometry
3 Terms and definitions
For the purposes of this document, the following terms and definitions apply.
3.1
organotin compound
substance containing 1 to 4 Sn-C bonds
NOTE The number of Sn-C bonds is a measure for the degree of substitution.
3.2
organotin cation
part of the organotin compound (3.1) that contains all Sn-C bonds and is formally charged
3.3
organotin cation derivatives
non-dissociated tetrasubstituted organotin compounds which are produced by derivatization
3.4
solid
soil, sediment, sludge and waste (soil-like material)
4 Principle
For the ionic and the non-ionic organotin compounds (see Table 1), a different sample pretreatment and
sample preparation are necessary. For the determination of organotin cations, laboratory samples are
pretreated by freeze drying and grinding. This procedure enables homogeneity of the sample to be achieved.
The determination of non-ionic TTBT cannot be carried out with freeze-dried materials due to evaporation
losses, thus, it shall be determined in the field-moist sample. Organotin cations can only be determined after
derivatization, whereas TTBT is already peralkylated and can be determined without derivatization (see the
flowchart in Figure 1).
2 © ISO 2009 – All rights reserved
Figure 1 — Flowchart for the pretreatment and analysis of selected organotin compounds
For the determination of organotin compounds, two alternative extraction methods are given, both followed by
in situ derivatization with a tetraethylborate compound and simultaneous extraction with hexane:
a) treatment with acetic acid;
b) treatment with methanolic potassium hydroxide.
NOTE 1 If it is necessary to take a large amount of sample, extraction and derivatization can be done in two steps. An
aliquot of the extract can be taken for derivatization. This also applies for samples with high levels of OTC contamination.
NOTE 2 During in situ derivatization, the solid phase is still present. This supports the extraction by continuous
changing of the polar organotin cations to the non-polar organotin cation derivates. In situ methods can improve the
extraction efficiency, particularly for monoalkylated organotin compounds.
NOTE 3 Other extraction techniques can be applied if a comparable extraction efficiency is achieved.
NOTE 4 Treatment with potassium hydroxide provides some degree of digestion and is recommended especially when
the solid contains high amounts of organic and biological materials.
The internal standard mix comprises four compounds representing four alkylation states in order to mimic the
behaviour of the target compounds. After alkylation, they cover a wide range of volatility. A recovery of at least
80 % for derivatization/extraction and again 80 % for each clean-up step of the internal standard compounds
should be achieved. (For more information, see A.3.) Tetraalkylborate is very reactive and will also alkylate
other compounds in the matrix. Those compounds (and also boroxines) may interfere with the target
compounds during gas chromatographic determination and influence detection. In order to protect the column
and to reduce the interference in chromatography, it will be necessary to apply a precleaning step to most
samples. Clean-up with silica or aluminium oxide is the minimum; further clean-up steps (e.g. aluminium
oxide/silver nitrate, silica/silver nitrate, pyrogenic copper; see Annex B) may be applied if necessary.
The determination of the tetrasubstituted organotin compounds is carried out after clean-up and concentration
steps by separation with capillary gas chromatography and detected with a suitable system [mass
spectrometer (MS), (MS/MS), flame photometric detector (FPD), atomic absorption spectrometer (AAS),
atomic emission detector (AED), inductively coupled plasma/mass spectrometer ICP/MS]. The concentrations
are determined by calibration over the total procedure using aqueous multi-component calibration standard
solutions in accordance with 5.4.3.
5 Reagents
5.1 General
Use reagents of highest purity, typically of pesticide grade or better. The reagents may contain impurities of
organotin compounds. It is absolutely essential to verify the blanks.
The water shall be free of interferences. Use water in accordance with Grade 3 of ISO 3696.
5.2 Chemicals
5.2.1 Acetic acid, CH COOH, glacial.
5.2.2 Sodium hydroxide solution, NaOH, 40 % (m/V).
5.2.3 Sodium acetate, CH COONa.
5.2.4 Sodium sulfate, Na SO , anhydrous.
2 4
5.2.5 Potassium hydroxide, KOH.
5.2.6 Silica gel, grain size 0,085 mm to 0,28 mm (63 mesh to 200 mesh).
5.2.7 Aluminium oxide, Al O , alkaline.
2 3
5.2.8 Tetrahydrofurane, C H O, free of peroxides, free of water.
4 8
5.2.9 Acetone, (CH ) CO.
3 2
5.2.10 Hexane, C H .
6 14
NOTE Both n-hexane and 2-methylpentane (i-hexane) have been found to be suitable.
4 © ISO 2009 – All rights reserved
5.2.11 Tetraethylborate compound, e.g sodium tetraethylborate, NaB(C H ) .
2 5 4
NOTE The active species during derivatization is the tetraethylborate anion. The choice of the cation is arbitrary.
Sodium tetraethylborate was chosen since it is commercially available. In principle, any other tetraethylborate compound
can be used for analysis, including complexes formed with tetrahydrofuran (THF). A simple and rapid synthesis of a
suitable derivatization agent is described in A.1.
WARNING — Sodium tetraethylborate may contain traces of triethylboron, which may cause
instantaneous combustion.
5.2.12 Methanol, CH OH.
5.2.13 Dichloromethane, CH Cl .
2 2
5.3 Standards
WARNING — Organotin compounds vary largely regarding toxicological properties towards mammals
with respect to the alkylation stage and type of alkyl group. Cautious handling of reagents is
mandatory at any time.
Table 3 lists the standards used for calibration of the target compounds (solution A), internal standards
(solution B) and injection standard (solution C). Additional information is provided concerning weighing factors
for calculation to organotin cations (for 100 % purity of the substances).
Table 3 — Standards and internal standards for calibration of target compounds
a b c
No. Standard Abbreviation Formula CAS-RN WF Solution
5.3.1 Monobutyltin trichloride MBTCl C H SnCl 1118-46-3 0,623 A
4 9 3
5.3.2 Dibutyltin dichloride DBTCl (C H ) SnCl 683-18-1 0,767 A
4 9 2 2
5.3.3 Tributyltin chloride TBTCl (C H )SnCl 1461-22-9 0,891 A
4 9 3
5.3.4 Tetrabutyltin TTBT (C H )Sn 1461-25-2 1,000 A
4 9 4
5.3.5 Monooctyltin trichloride MOTCl C H SnCl 3091-25-6 0,686 A
8 17 3
5.3.6 Dioctyltin dichloride DOTCl (C H ) SnCl 3542-36-7 0,830 A
8 17 2 2
5.3.7 Triphenyltin chloride TPhTCl (C H )SnCl 639-58-7 0,908 A
6 5 3
5.3.8 Tricyclohexyltin chloride TCyTCl (C H )SnCl 3091-32-5 0,912 A
6 11 3
Internal standards
5.3.9 Monoheptyltin trichloride MHTCl C H SnCl 59344-47-7 0,672 B
7 15 3
5.3.10 Diheptyltin dichloride DHTCl (C H ) SnCl 74340-12-8 0,817 B
7 15 2 2
5.3.11 Tripropyltin chloride TPTCl (C H )SnCl 2279-76-7 0,875 B
3 7 3
5.3.12 Tetrapropyltin TTPT (C H )Sn 2176-98-9 1,000 B
3 7 4
5.3.13 Tetrapentyltin TTPeT (C H )Sn 3765-65-9 1,000 C
5 11 4
a
Chemical Abstracts Registration Number.
b
WF= Weighing factor = Molar mass of organotin cation/molar mass of organotin compound.
c
A for the multicomponent-standard solution in methanol.
B for the solution of the internal standards in methanol.
C for the solution of the injection standards in hexane.
5.4 Preparation of reagents and solutions
5.4.1 General requirements
Prepare the following (see also Table 3):
⎯ multicomponent standard stock solution A in methanol (e.g. 1 mg/ml);
⎯ multicomponent standard spiking solutions for calibration, by diluting solution A with methanol;
⎯ stock solution B of internal standards in methanol (e.g. 1 mg/ml);
⎯ spiking solution of the internal standards, by diluting solution B with methanol (e.g. 100 ng/ml);
⎯ stock solution C of the injection standard in methanol (e.g. 2 mg/ml);
⎯ injection standard solution, by diluting solution C (e.g. 2 µg/ml).
5.4.2 Blank solution
Add 20 ml of water (5.1) to an Erlenmeyer flask with a ground joint or a screw-capped [polytetrafluoroethylene
(PTFE) lined] vial.
5.4.3 Aqueous calibration solutions (multicomponent solution of organotin compounds in water)
For each working range, prepare at least 6 calibration solutions with appropriate concentration levels.
Add 20 ml of water (5.1) to an Erlenmeyer flask with a ground joint or a screw-capped (PTFE-lined) vial. While
stirring vigorously, pipette an appropriate volume of the respective spiking solution underneath the surface
and ensure that the spiking solution is well distributed in the water. Stir for an additional 20 min.
5.4.4 Methanolic potassium hydroxide solution
Prepare a solution of 25 % (m/V) potassium hydroxide (5.2.5) in methanol (5.2.12). This is the methanolic
potassium hydroxide solution.
5.4.5 Acetate buffer solution
Dissolve about 1 mol of sodium acetate (equal to 82 g of anhydrous sodium acetate) (5.2.3) in 500 ml of water
(5.1) in a 1 L volumetric flask. Add sufficient glacial acetic acid (5.2.1) to adjust to a pH of 4,5. Dilute to volume
with water (5.1) and mix well.
5.4.6 Solvent mixture
Prepare a solvent mixture of acetic acid, methanol and water with a volume ratio of 1:1:1.
5.4.7 Derivatization agent
Prepare an approximately 10 % (m/V) solution of tetraethylborate compound (5.2.11) in tetrahydrofurane
(5.2.8).
NOTE This solution is stable for about three months if stored under an inert-gas blanket.
6 © ISO 2009 – All rights reserved
5.5 Clean-up
5.5.1 General requirements
A silica or aluminium oxide clean-up is the minimum requirement. Further clean-up steps (aluminium
oxide/silver nitrate, silica/silver nitrate, pyrogenic copper) may be applied if necessary (see Annex B). A
recovery of > 80 % of the internal standards and target compounds shall be achieved for each clean-up step.
5.5.2 Silica gel for the clean-up column
Heat silica gel (5.2.6) for at least 12 h at (500 ± 20) °C on a quartz plate in a muffle furnace. Ensure that the
temperature does not exceed 520 °C.
Allow the plate to cool in an oven to about 200 °C, transfer the silica to a wide-necked glass bottle and allow
cooling to room temperature in a desiccator.
Add water to the cooled silica until a mass fraction of 3 % is reached. Close the bottle and homogenize the
contents for 2 h on a shaker.
5.5.3 Aluminium oxide for the clean-up column
Activate aluminium oxide (5.2.7) by heating to 600 °C for a minimum of 24 h.
Allow to cool in the oven to about 200 °C, transfer the aluminium oxide to a wide-necked glass bottle and
allow cooling to room temperature in a desiccator.
Add water to the cooled aluminium oxide until a mass fraction of 10 % is reached. Close the bottle and
homogenize the contents for 2 h on a shaker.
5.5.4 Clean-up column
Add about 5 g of adsorbent (5.5.2 or 5.5.3) to one column, and add about 3 g of drying agent. Ensure that the
clean-up column is filled homogeneously, for example, by using hexane as a moistening agent during the
filling process.
Commercially pre-packed columns may be used as an alternative if the requirement for recovery is met.
5.5.5 Eluent for extract cleaning with silica gel
A mixture of hexane (5.2.10) with a more polar solvent can be used as an eluent to obtain a quantitative
elution of all organotin compounds. In routine work, about 5 % of acetone (5.2.9) or 20 % of dichloromethane
(5.2.13) was used successfully. The concentration of polar solvent in hexane and the volume of total eluent
should be determined prior to application.
5.5.6 Eluent for extract cleaning with aluminium oxide
Generally, hexane (5.2.10) is used as the eluent. The volume of the eluent should be determined prior to
application.
6 Apparatus
6.1 Requirements for glassware
Customary laboratory glassware shall be used.
All glassware and material that comes into contact with the sample or extract shall be thoroughly cleaned.
6.2 Sampling apparatus
Sampling devices shall not be a source of contamination. The use of stainless steel, glass or PTFE is
recommended.
NOTE For example, poly(vinyl chloride) (PVC) can contain large amounts of organotin compounds.
Containers shall be inert and appropriate for storing and transport.
The size of the container shall be appropriate to ensure sampling of a suitable amount of solid to provide a
representative sample and facilitate a determination in accordance with this International Standard within the
calibrated working range.
6.3 Additional apparatus
Use ordinary laboratory apparatus and the following.
6.3.1 Centrifuge.
WARNING — The use of organic solvents in centrifuges needs to be assessed for safety reasons.
6.3.2 Glass column for clean-up, e.g. length 15 cm, inner diameter 1 cm, with frit, without a cock.
6.3.3 Shaker.
6.3.4 Ultrasonic bath or horn-type transducer.
6.3.5 Analytical balance, with suitable reading accuracy and range.
6.3.6 Concentration apparatus, e.g. rotary evaporator, Kuderna Danish.
6.3.7 Gas chromatograph, equipped with a high-resolution capillary column of suitable polarity and
Injector, split or splitless, preferably with an automated sampling device (C.1).
6.3.8 Detectors (for typical detector configurations, see C.2). The following detector types may be used for
the measurement of alkylated organotin compounds:
⎯ atomic absorption spectrometer (AAS), quartz oven, tin(Sn) lamp;
⎯ flame photometric detector (FPD), equipped with a cut-off filter of 590 nm or interference filter of 610 nm;
⎯ pulsed flame photometric detector (PFPD) equipped with a large pass-band filter working at 610 nm or
390 nm with a time-selective acquisition;
⎯ mass spectrometer (MS) for electron impact mode (EI-mode);
⎯ atomic emission detector (AED);
⎯ inductively coupled plasma/mass spectrometric detector (ICP/MS).
6.3.9 Data processing system, suitable for the respective detector for acquisition and data evaluation.
7 Procedure
7.1 Sampling and sample pretreatment
[4]
Sample pretreatment should be carried out according to ISO 14507 or ISO 16720.
The use of, for example, stainless steel, PTFE and glass is recommended. Store the sample until
pretreatment in a cool place.
8 © ISO 2009 – All rights reserved
If the storage time is less than 48 h, store the sample in a dark, cool place until pretreatment.
If the storage time exceeds 48 h, the sample shall be stored frozen (< −18 °C) in the dark.
The laboratory sample should represent the field sample. The amount of sample taken depends on
homogeneity and on the resulting dry mass after preparation. If necessary, select coarse material and sieve to
particle size < 2 mm. Stir with a metal spoon.
For the preparation of freeze-dried samples take, for example, 250 g of original field-moist sample and
proceed with freeze drying in accordance with ISO 16720.
Grind the freeze-dried material, for example, in an agate centrifugal ball mill, to a homogeneous powdery
consistency. Prevent high temperatures in the mill by grinding for a short time.
Determine the dry mass of the freeze-dried material in accordance with ISO 11465.
For the determination of organotin compounds in original field-moist material, take the sieved and stirred
sample as described above. From this homogenized laboratory sample, suitable amounts of sub-samples
(test samples) are taken for subsequent analysis for the determination of organotin compounds and dry mass
in accordance with ISO 11465.
7.2 Sample extraction
7.2.1 General
Add 1 g to 5 g of solid to a container that can be closed [e.g. an Erlenmeyer flask with a ground joint or a
screw-capped vial, polytetrafluoroethylene (PTFE) lined]. It is recommended to choose two samples, varying
in size at least by a factor of 2. Ensure that the mass of analytes in the samples is covered by the working
range.
Pretreat samples of solids, blank solutions (5.4.2) and aqueous calibration solutions (5.4.3) as follows.
7.2.2 Acidic extraction and derivatization of an aliquot
Add an appropriate amount of internal standard mixture and of a solvent mixture of acetic acid:methanol:water
(1:1:1) to the freeze-dried sample to obtain a sample slurry containing 20 % or less of solid material.
Sonicate for 30 min in an ultrasonic bath.
Transfer all the slurry to a centrifuge glass tube and then centrifuge to obtain a liquid/solid phase separation.
The liquid phase is then transferred by a pipette to another container. The extraction procedure is repeated in
the same way by adding half of the volume of extraction solvent mixture used for the first extraction step. The
two extraction solutions are combined prior to derivatization.
For derivatization, add aqueous sodium hydroxide (5.2.2) to an appropriate aliquot (at least 5 ml) of the
extraction solution obtained above and adjust to pH 4,5 using acetic acid (5.2.1). After the addition of 5 ml of
hexane (5.2.10) and a 10 % solution of tetraethylborate compound (5.2.11) in tetrahydrofurane (5.2.8)
(0,5 ml/g of sample taken), the solution is immediately shaken by hand for 1 min. Afterwards, the whole
mixture is shaken for 20 min on a mechanical shaking machine. The procedure is then repeated. The hexane
phases separated are combined and dried over sodium sulfate (5.2.4) and concentrated to 1 ml.
Blank solutions and aqueous calibration solutions (5.4.2 and 5.4.3) shall be treated in the same way as the
samples.
7.2.3 Alkaline treatment and in situ derivatization
Add an appropriate amount of the internal standard solution and water (5.1) to the freeze-dried sample to
obtain a sample slurry with 20 % or less of solid material.
Shake for about 20 min and ensure that the spiking solution is well distributed in the water or water/solid slurry.
Add methanolic potassium hydroxide solution (1,2 ml/g of sample taken) (see 5.4.4) and 20 ml of hexane
(5.2.10). Heat to 70 °C for 1 h in a closed container (ensure the tightness). Choose a volume of methanolic
potassium hydroxide solution to ensure that the slurry is alkaline. Instead of treatment at 70 °C for 1 h,
ultrasonic treatment (e.g. for a few minutes followed by 1 h of shaking) or treatment overnight at ambient
temperature may be applied.
Add acetic acid (5.2.1) to adjust to a pH of 4,5. Add 10 ml of acetate buffer solution (5.4.5) and shake for
about 1 min. To the buffered solution, add the 10 % solution of tetraethylborate compound in tetrahydrofurane
(see 5.4.6) (0,5 ml/g of sample taken). Shake for about 2 h. Repeat the derivatization procedure and shake for
1 h minimum. Ensure that the phases are well mixed.
Separate the phases using a centrifuge. Collect the hexane layer and dry it with sodium sulfate (5.2.4), and
reduce the volume of the organic phase to 1 ml using a suitable apparatus, but avoid reduction to dryness in
every case.
Blank solutions and aqueous calibration solutions (5.4.2 and 5.4.3) shall be treated in the same way as the
samples.
7.2.4 Separate determination of TTBT in the field-moist sample
The determination of TTBT can be carried out by extraction of the field-moist sample with hexane without the
derivatization step. Therefore, it is possible to take a larger amount of homogenized field-moist sample (5 g or
more) and to use only tetrapropyltin as the internal standard.
7.3 Clean-up of the extract
7.3.1 General
If necessary, sample extracts shall be subjected to an adsorption chromatography clean-up. If the
chromatographic measurements of the target compounds are disturbed by interferences, apply further
appropriate clean-up procedures (see Annex B) provided a recovery of > 80 % of the internal compounds is
achieved for each clean-up step. The reference and blank solutions shall be treated in the same way.
NOTE 1 Triphenyltin elutes later from the clean-up column than the other organotin compounds. If TPHT is not to be
analysed, the clean-up efficiency can be improved by reducing the eluent volume, the water content of the adsorbent or
the concentration of the polar solvent in hexane.
NOTE 2 Boroxins will be formed during derivatization, which can affect the gas chromatography (GC) column. These
are eliminated by silica clean-up with hexane, but can be eluted if acetone is added to the eluent. An alternative separation
method is to shake with sodium hydroxide (NaOH) solution; peralkylated organotin compounds are stable against NaOH
solution.
7.3.2 Silica and aluminium oxide clean-up
Rinse the clean-up column, freshly prepared in accordance with 5.5.4 with 30 ml of hexane (5.2.10).
Transfer the concentrated extract in hexane to the clean-up column (5.5.4). After the extract has penetrated
the top of the adsorbent layer, cautiously add the volume of eluant (5.5.5 or 5.5.6) found to be necessary.
Collect the eluate and reduce the volume of the organic phase to 1 ml using a suitable apparatus, but avoid
reduction to dryness in every case.
If the chromatography turns out to be unacceptable, apply further clean-up procedures (see Annex B).
10 © ISO 2009 – All rights reserved
7.4 Determination of dry mass
Determine the fraction of dry mass gravimetrically in accordance with ISO 11465. The fraction of dry mass of
original field-moist samples or of freeze-dried materials is expressed as a percentage.
NOTE The following standards can be used for other solids: EN 12880 for sediments or sludges; EN 14346 for
wastes.
7.5 Measurement
7.5.1 Gas chromatographic separation
Optimize the instrument in accordance with the manufacturer's instructions. Ensure at least baseline
separation of the target peaks of interest. Higher resolution is recommended to avoid co-elution of matrix
compounds as far as appropriate (for typical gas chromatographic conditions, see C.1).
The resolution of triphenylethyltin and tricyclohexylethyltin should be at least 0,8.
Prepare injection solutions of blanks, references and samples by adding, for example, 50 µl of injection
standard (see 5.4.1) to the final extract of 1 ml.
Inject an appropriate volume of the prepared sample extracts into the injection port of a gas chromatograph.
Record retention times and the signal intensity of each compound.
Quantify the gas chromatographic signals either as peak areas or as peak heights. In the case of non-
continuous detection (e.g. mass spectrometry), evaluation using peak areas is recommended.
NOTE In this International Standard, only the evaluation using peak areas is described as an example.
7.5.2 Detection and identification
Use an appropriate detector (see 6.3.8) for monitoring the target peaks.
Independent from the detection system, identify the analytes by comparison of the retention times for samples
and references. Minimal requirements for identification are retention times within ± 0,02 min and relative
retention times within ± 0,1 % over the total run of a chromatogram.
Following the retention time criteria, three identification points are necessary. For GC/MS, this procedure is
described in ISO 22892; each individual mass meeting the criteria gives one identification point. Identification
points for other detectors are described in Table 4. If the detector does not give three identification points,
additional points can be obtained by, for instance, using a second column or by pattern recognition (see also
ISO 22892).
Table 4 — Identification points
Detector Number of identification points Remarks
FPD, PFPD 2
MS 1 for each individual mass Refer to ISO 22892
MS/MS 2 for each mass transfer
n
MS 1 for each mass transfer
AED 3 Different spectral lines
ICP/MS 3
AAS 3
8 Calibration
Calibration is carried out by putting standards, including internal standards, through the whole procedure. The
underivatized organotin compounds are added to water to give the aqueous calibration solutions (5.4.3). The
whole procedure of derivatization, extraction, clean-up and concentration is carried out to establish calibration
curves. At least six calibration solutions at different concentrations should be used to prepare the calibration
curve.
For quantification of monobutyltin and monooctyltin compounds, use monoheptyltin trichloride (MHTCl) as the
internal standard; for dibutyltin and dioctyltin compounds, use diheptyltin dichloride (DHTCl) as the internal
standard; and for tributyltin, triphenyltin and tricyclohexyltin compounds, use tripropyltin chloride (TPTCl) as
the internal standard. The recovery of the internal standards corresponding to each group of organotin
compounds is to be checked to verify complete derivatization and extraction. For quantification of tetrabutyltin
use tetrapropyltin (TTPT) as the internal standard.
Derive from the chromatograms, by integration, the peak areas of the organotin cation derivates, TTBT and
the internal standards. Calculate, for each organotin cation and TTBT, a calibration curve according to
Equation (1) for each working range, using the least-squares linear regression
ya=⋅x+a (1)
where
x is the ratio of the masses of organotin cation, respectively TTBT (m ) and the corresponding internal
i
standard (m ) in the reference solution;
I
m
i
x = (2)
m
I
a is the slope of the calibration curve;
y is the ratio of the peak areas of organotin cation derivates or TTBT and the corresponding internal
standard in the chromatograms of the calibration solutions;
a is the intercept of the calibration curve.
9 Recovery rates of the internal standard compounds
The recoveries facilitate the recognition of bias caused by the procedure or by the matrix of the sample,
allowing indications of the reliability of the procedure to be derived. Examples are shown in Annex A,
Table A.1 (A – D) to assist in the assessment of possible causes and effects.
These recoveries are not to be used for the calculation of results. They should be at least 80 % for
derivatization/extraction and again 80 % for each clean-up step, with a minimum of 50 % for the overall
recovery.
The injection standard tetrapentyltin (TTPeT) is used as the internal standard for the calculation of the
recovery rates of the other internal standards.
The ratios of the signal response of each of the four internal standards and the tetrapentyltin in the six
calibration chromatograms (the relative response factors, RRF) are calculated according to Equation (3).
Am⋅
ITTPeT
RRF = (3)
A ⋅ m
TTPeT I
12 © ISO 2009 – All rights reserved
where
A is the peak area of the internal standard, I;
I
m is the mass of the internal standard, I;
I
A is the peak area of the injection standard;
TTPeT
m is the mass of the injection standard.
TTPeT
The mean of the relative response factors for each internal standard is taken as the reference value of
recovery = 100 %. The relative response factors of these internal standards have to be calculated in the same
manner as for the sample materials and thus measure the recoveries of the four internal standards.
The recovery of a single internal standard (Rec) is calculated according to Equation (4).
RRF
I sample
Rec=× 100 (4)
RRF
I cal
where
RRF is the relative response factor of the internal standard, I, of the sample;
I sample
RRF is the mean relative response factor of the internal standard, I, of the calibration.
I cal
10 Quantification
Calculate the mass m of organotin cation or TTBT (analyte i) in the sample extract according to Equations (5)
i
to (7).
ya−
x = (5)
a
mx=⋅m (6)
i I
A
i
y = (7)
A
I
where
a is the slope of the calibration curve;
a is the intercept of the calibration curve;
A is the peak area of analyte i or of internal standard I in the sample chromatogram;
m is the mass of analyte i or of internal standard I in the sample taken;
y is the ratio of the peak areas of organotin cation derivates i or of TTBT and the corresponding
internal standard I in the sample chromatograms.
Calculate the mass fraction of analyte i in the solid sample, in micrograms per kilogram (µg/kg) dry mass,
according to Equation (8).
m
i
w = (8)
i
E
where
w is the mass fraction of the analyte i in the solid, in micrograms per kilogram (µg/kg) or nanograms per
i
gram (ng/g), respectively;
m is the mass of analyte i in the pretreated sample portion, in nanograms (ng);
i
E is the dry mass of sample taken, in grams (g).
11 Expression of results
Report the mass fraction, in micrograms of analyte i (organotin cation or TTBT) per kilogram of dry solid
(µg/kg), to the nearest whole number and with two significant digits.
12 Precision
Precision data of four soil and soil-like materials are included in Annex E.
13 Test report
The test report shall contain the following details:
a) a reference to this International Standard;
b) a complete identification of the sample;
c) information on sampling, storage and pretreatment;
d) a detailed description of the procedure (e.g. extraction method, extract cleaning, type of detector);
e) the results of the determination;
f) the determined recoveries of the internal standards;
g) any details not specified in this International Standard or which are optional, as well as any factor which
may have affected the results.
14 © ISO 2009 – All rights reserved
Annex A
(informative)
Information about the procedure
A.1 Derivatization agent
A simple and rapid synthesis of a suitable derivatization agent is published in Reference [13] in the
Bibliography.
Attach a stirrer, reflux condenser and a dropping funnel with inert-gas supply to a three-necked round-
bottomed flask. Add 14,19 g of BF OEt , 9,72 g of Mg and 75 ml of THF to the round-bottomed flask. Add, by
3 2
means of the dropping funnel, 43,59 g of ethylchloride while stirring. Stir for 2 h. Let the phases separate.
The resulting supernatant is about 1,33 mol/l of tetraethylborate. Accompanying salts, such as MgFBr, do not
interfere with the derivatization reaction.
Tetraethylborate solutions are stable for about three months if they are stored under an inert-gas blanket.
A.2 Stability of stock solutions (A, B, C) and spiking solutions
Since the stability of the organotin compound in the multicomponent stock solution cannot be assessed, it is
recommended to prepare separate stock solutions of each substitution grade. Stability can than be assessed
by the absence of compounds of lower substitution grade.
The organotin compounds in the stock solutions (1 mg/ml organotin cation in methanol) are stable for at least
one year if stored at 4 °C in a refrigerator in the dark.
The organotin compounds in the spiking solutions are stable for at least 6 months if stored at 4 °C in a freezer
in the dark; however, it is recommended to prepare a fresh batch after 3 months.
The stabi
...
NORME ISO
INTERNATIONALE 23161
Première édition
2009-09-01
Qualité du sol — Dosage d'une sélection
de composés organostanniques —
Méthode par chromatographie en phase
gazeuse
Soil quality — Determination of selected organotin compounds — Gas-
chromatographic method
Numéro de référence
©
ISO 2009
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Case postale 56 • CH-1211 Geneva 20
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E-mail copyright@iso.org
Web www.iso.org
Publié en Suisse
ii © ISO 2009 – Tous droits réservés
Sommaire Page
Avant-propos .iv
Introduction.v
1 Domaine d'application .1
2 Références normatives.2
3 Termes et définitions .2
4 Principe.3
5 Réactifs.4
5.1 Généralités .4
5.2 Produits chimiques .5
5.3 Étalons.5
5.4 Préparation des réactifs et des solutions.6
5.5 Purification.7
6 Appareillage .8
6.1 Exigences générales.8
6.2 Appareillage d'échantillonnage .8
6.3 Appareillage supplémentaire .9
7 Mode opératoire.9
7.1 Échantillonnage et prétraitement des échantillons .9
7.2 Extraction de l'échantillon.10
7.3 Purification de l'extrait.11
7.4 Détermination de la masse sèche.12
7.5 Mesurage.12
8 Étalonnage .13
9 Taux de récupération des composés étalons internes .14
10 Quantification .14
11 Expression des résultats.15
12 Fidélité .15
13 Rapport d'essai.15
Annexe A (informative) Informations sur le mode opératoire.16
Annexe B (informative) Modes opératoires de purification supplémentaires .18
Annexe C (informative) Informations concernant les conditions instrumentales types .21
Annexe D (informative) Informations concernant l'identification GC-MS.32
Annexe E (informative) Données de validation.34
Bibliographie.38
Avant-propos
L'ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d'organismes nationaux de
normalisation (comités membres de l'ISO). L'élaboration des Normes internationales est en général confiée
aux comités techniques de l'ISO. Chaque comité membre intéressé par une étude a le droit de faire partie du
comité technique créé à cet effet. Les organisations internationales, gouvernementales et non
gouvernementales, en liaison avec l'ISO participent également aux travaux. L'ISO collabore étroitement avec
la Commission électrotechnique internationale (CEI) en ce qui concerne la normalisation électrotechnique.
Les Normes internationales sont rédigées conformément aux règles données dans les Directives ISO/CEI,
Partie 2.
La tâche principale des comités techniques est d'élaborer les Normes internationales. Les projets de Normes
internationales adoptés par les comités techniques sont soumis aux comités membres pour vote. Leur
publication comme Normes internationales requiert l'approbation de 75 % au moins des comités membres
votants.
L'attention est appelée sur le fait que certains des éléments du présent document peuvent faire l'objet de
droits de propriété intellectuelle ou de droits analogues. L'ISO ne saurait être tenue pour responsable de ne
pas avoir identifié de tels droits de propriété et averti de leur existence.
L'ISO 23161 a été élaborée par le comité technique ISO/TC 190, Qualité du sol, sous-comité SC 3, Méthodes
chimiques et caractéristiques du sol.
iv © ISO 2009 – Tous droits réservés
Introduction
Il est absolument essentiel que les essais effectués conformément à la présente Norme internationale soient
réalisés par du personnel compétent et qualifié.
Il peut être noté si, et dans quelle mesure, la spécification de conditions limites supplémentaires sera
nécessaire en cas de problèmes particuliers.
NORME INTERNATIONALE ISO 23161:2009(F)
Qualité du sol — Dosage d'une sélection de composés
organostanniques — Méthode par chromatographie en phase
gazeuse
AVERTISSEMENT — Il convient que l’utilisateur de la présente Norme internationale connaisse bien
les pratiques courantes de laboratoire. La présente Norme internationale n’a pas pour but de traiter
tous les problèmes de sécurité qui sont, le cas échéant, liés à son utilisation. Il incombe à l’utilisateur
d’établir des pratiques appropriées en matière d’hygiène et de sécurité, et de s’assurer de la
conformité à la réglementation nationale en vigueur.
1 Domaine d'application
La présente Norme internationale spécifie une méthode d'identification et de quantification des composés
organostanniques (OTC) dans les sols comme spécifié dans le Tableau 1. Cette méthode est également
applicable aux échantillons de sédiments, de boues et de déchets (matières semblables au sol). La plage de
travail dépend de la technique de détection utilisée et de la quantité d'échantillon prélevée pour l'analyse. La
limite de quantification applicable à chaque composé est d'environ 10 µg/kg.
Tableau 1 — Composés organostanniques pouvant être dosés
conformément à la présente Norme internationale
(4−n)+
R Sn R n Nom Acronyme
n
a
Cations organostanniques
3+
BuSn Butyle 1 Cation monobutylétain MBT
2+
Bu Sn Butyle 2 Cation dibutylétain DBT
+
Bu Sn Butyle 3 Cation tributylétain TBT
3+
OcSn Octyle 1 Cation monooctylétain MOT
2+
Oc Sn Octyle 2 Cation dioctylétain DOT
+
Ph Sn Phényle 3 Cation triphénylétain TPhT
+
Cy Sn Cyclohexyle 3 Cation tricyclohexylétain TCyT
Composé organostannique peralkylé
BuSn Butyle 4 Tétrabutylétain TTBT
a
Les composés organostanniques sont dosés après dérivation.
NOTE Lorsque cette méthode est utilisée pour doser d'autres composés organostanniques non spécifiés dans le
domaine d'application, son adéquation est démontrée par des expériences de validation interne appropriées, par exemple
pour le dosage des composés de méthylétain. Voir Tableau 2. Il est peu probable que les cations de méthylétain
s'évaporent de solvants aqueux, mais les composés peralkylés de méthylétain sont volatils et sujets à des pertes
(voir C.3). Par conséquent, des précautions supplémentaires sont mises en œuvre.
Tableau 2 — Composés de méthylétain
(4−n)+
R Sn R n Nom Acronyme
n
3+
MeSn Méthyle 1 Cation monométhylétain MMT
2+
Me Sn Méthyle 2 Cation diméthylétain DMT
+
Me Sn Méthyle 3 Cation triméthylétain TMT
Les cations organostanniques peuvent être dosés conformément à la présente Norme internationale
uniquement après dérivation. La partie anionique liée au cation organostannique dépend principalement de
l'environnement chimique et n'est pas déterminée par cette méthode. Les composés organostanniques
peralkylés se comportent de manière totalement différente de leurs composés parents. Les composés
organostanniques tétraalkylés comme le tétrabutylétain, qui sont déjà peralkylés, sont dosés directement,
sans dérivation.
Les caractéristiques telles que la granulométrie, la teneur en eau, la teneur en matière organique des solides
à analyser à l'aide de la présente Norme internationale varient beaucoup. Le prétraitement des échantillons
est conçu de manière adéquate par rapport aux propriétés des composés organostanniques ainsi qu'à la
matrice à analyser.
2 Références normatives
Les documents de référence suivants sont indispensables pour l'application du présent document. Pour les
références datées, seule l'édition citée s'applique. Pour les références non datées, la dernière édition du
document de référence (y compris les éventuels amendements) s'applique.
ISO 3696, Eau pour laboratoire à usage analytique — Spécification et méthodes d'essai
ISO 11465, Qualité du sol — Détermination de la teneur pondérale en matière sèche et en eau — Méthode
gravimétrique
ISO 16720, Qualité du sol — Prétraitement des échantillons par lyophilisation pour analyse subséquente
ISO 22892, Qualité du sol — Lignes directrices pour l'identification de composés cibles par chromatographie
en phase gazeuse et spectrométrie de masse
3 Termes et définitions
Pour les besoins du présent document, les termes et définitions suivants s'appliquent.
3.1
composé organostannique
substance comportant de 1 à 4 liaisons Sn-C
NOTE Le nombre des liaisons Sn-C détermine le degré de substitution.
3.2
cation organostannique
partie du composé organostannique (3.1) qui contient toutes les liaisons Sn-C et qui est chargée formellement
3.3
dérivé de cation organostannique
composé organostannique tétrasubstitué non dissocié produit par dérivation
3.4
solide
sol, sédiment, boue et déchet (matière semblable au sol)
2 © ISO 2009 – Tous droits réservés
4 Principe
Les composés organostanniques ioniques et non ioniques (voir Tableau 1) nécessitent un prétraitement de
l'échantillon différent ainsi qu'une préparation de l'échantillon. Pour le dosage des cations organostanniques,
les échantillons pour laboratoire sont prétraités par lyophilisation et rectification. Ce mode opératoire permet
d'obtenir l'homogénéité de l'échantillon. Le dosage du TTBT non ionique ne peut être réalisé sur des matières
lyophilisées du fait de pertes par évaporation. Par conséquent, il doit être effectué sur l'échantillon humide in
situ. Les cations organostanniques ne peuvent être dosés qu'après dérivation, tandis que le TTBT est déjà
peralkylé et peut être dosé sans dérivation (voir le schéma fonctionnel à la Figure 1).
Figure 1 — Schéma fonctionnel pour le prétraitement et l'analyse
des composés organostanniques sélectionnés
Deux méthodes d'extraction possibles sont données pour le dosage des composés organostanniques, toutes
deux étant suivies par une dérivation in situ avec un composé de tétraéthylborate et une extraction simultanée
par l'hexane:
a) traitement par acide acétique;
b) traitement par hydroxyde de potassium méthanolique.
NOTE 1 S'il est nécessaire de prélever une quantité importante d'échantillon, l'extraction et la dérivation peuvent être
réalisées en deux étapes. Une aliquote de l'extrait peut être utilisée pour la dérivation. Cela s'applique également à des
échantillons ayant un niveau élevé de contamination par les OTC.
NOTE 2 Lors de la dérivation in situ, la phase solide est toujours présente. Elle favorise l'extraction en permettant un
changement en continu des cations organostanniques polaires en dérivés de cations organostanniques non polaires. Les
méthodes in situ peuvent améliorer l'efficacité de l'extraction en particulier pour les composés organostanniques
monoalkylés.
NOTE 3 D'autres techniques d'extraction peuvent être appliquées si une efficacité comparable de l'extraction est
obtenue.
NOTE 4 Le traitement par hydroxyde de potassium assure un certain degré de digestion et il est surtout recommandé
quand le solide a une teneur élevée en matières biologiques et organiques.
Le mélange d'étalons internes comprend quatre composés représentant quatre états d'alkylation afin de
reproduire le comportement des composés cibles. Après alkylation, ces composés couvrent une plage
étendue de volatilité. Il convient qu'une récupération d'au moins 80 % des composés d'étalons internes soit
obtenue pour la dérivation/extraction ainsi que pour chaque étape de la purification. (Pour plus d'informations,
voir A.3.) Le tétraalkylborate est très réactif et va alkyler également d'autres composés dans la matrice. Ces
composés (y compris les boroxines) peuvent interférer avec les composés cibles au moment du dosage par
chromatographie en phase gazeuse et influer sur la détection. Afin de protéger la colonne et d'éviter les
interférences chromatographiques, la plupart des échantillons doivent subir une étape de pré-purification. La
purification sur silice ou alumine constitue une exigence minimale et, si nécessaire, des étapes
supplémentaires de purification (par exemple sur alumine/nitrate d'argent, sur silice/nitrate d'argent, sur cuivre
pyrogène; voir l'Annexe B), peuvent être effectuées.
Le dosage des composés organostanniques tétrasubstitués est effectué après les étapes de purification et de
concentration par séparation sur la colonne capillaire d'un chromatographe en phase gazeuse et détection à
l'aide d'un système adapté [spectrométrie de masse (MS), spectrométrie de masse en tandem (MS-MS),
photométrie de flamme (FPD), spectrométrie d'absorption atomique (AAS), détection par émission atomique
(AED), plasma à couplage inductif avec détection par spectrométrie de masse (ICP-MS)]. Les concentrations
sont déterminées par étalonnage sur l'ensemble du mode opératoire à l'aide des solutions aqueuses
d'étalonnage à composants multiples conformément à 5.4.3.
5 Réactifs
5.1 Généralités
Utiliser des réactifs ultrapurs, et de qualité propre aux pesticides ou meilleure. Les réactifs peuvent contenir
des impuretés de composés organostanniques. Il est absolument essentiel de contrôler les blancs.
L'eau doit être exempte d'interférences. Utiliser de l'eau de qualité 3 conformément à l'ISO 3696.
4 © ISO 2009 – Tous droits réservés
5.2 Produits chimiques
5.2.1 Acide acétique, CH COOH, glacial.
5.2.2 Solution d'hydroxyde de sodium, NaOH, 40 % (m/V).
5.2.3 Acétate de sodium, CH COONa.
5.2.4 Sulfate de sodium, Na SO , anhydre.
2 4
5.2.5 Hydroxyde de potassium, KOH.
5.2.6 Gel de silice, granulométrie de 0,085 mm à 0,28 mm (63 mesh à 200 mesh).
5.2.7 Alumine, Al O , alcaline.
2 3
5.2.8 Tétrahydrofurane (THF), C H O, exempt de peroxydes et d'eau.
4 8
5.2.9 Acétone, (CH ) CO.
3 2
5.2.10 Hexane, C H .
6 14
NOTE Le n-hexane ainsi que le 2-méthylpentane (isohexane) ont été jugés appropriés.
5.2.11 Composé de tétraéthylborate, par exemple tétraéthylborate de sodium, NaB(C H ) .
2 5 4
NOTE L'espèce active lors de la dérivation est l'anion tétraéthylborate. Le choix du cation est arbitraire. Le
tétraéthylborate de sodium a été choisi parce qu'il est disponible dans le commerce. En principe, n'importe quel autre
composé de tétraéthylborate peut être utilisé pour l'analyse, y compris des complexes formés avec du THF. Une synthèse
simple et rapide d'un agent de dérivation approprié est décrite en A.1.
AVERTISSEMENT — Le tétraéthylborate de sodium peut contenir des traces de triéthylbore qui
peuvent provoquer une combustion spontanée.
5.2.12 Méthanol, CH OH.
5.2.13 Dichlorométhane, CH Cl .
2 2
5.3 Étalons
AVERTISSEMENT — L'effet toxicologique des composés organostanniques sur les mammifères varie
beaucoup en fonction du stade d'alkylation et du type de groupe alkyle. Les réactifs doivent être
manipulés avec précaution en toutes circonstances.
Le Tableau 3 liste les étalons utilisés pour l'étalonnage des composés cibles (solution A), les étalons internes
(solution B) et de l'étalon d'injection (solution C). Il contient des informations supplémentaires concernant les
facteurs de pondération pour le calcul des cations organostanniques (correspondant à une pureté des
substances de 100 %).
Tableau 3 — Étalons et étalons internes pour l'étalonnage des composés cibles
a b c
N ° Étalon Abréviation Formule N ° CAS FP Solution
5.3.1 Trichlorure de monobutylétain MBTCl C H SnCl 1118-46-3 0,623 A
4 9 3
5.3.2 Dichlorure de dibutylétain DBTCl (C H ) SnCl 683-18-1 0,767 A
4 9 2 2
5.3.3 Chlorure de tributylétain TBTCl (C H )SnCl 1461-22-9 0,891 A
4 9 3
5.3.4 Tétrabutylétain TTBT (C H )Sn 1461-25-2 1,000 A
4 9 4
5.3.5 Trichlorure de monooctylétain MOTCl C H SnCl 3091-25-6 0,686 A
8 17 3
5.3.6 Dichlorure de dioctylétain DOTCl (C H ) SnCl 3542-36-7 0,830 A
8 17 2 2
5.3.7 Chlorure de triphénylétain TPhTCl (C H )SnCl 639-58-7 0,908 A
6 5 3
5.3.8 Chlorure de tricyclohexylétain TCyTCl (C H )SnCl 3091-32-5 0,912 A
6 11 3
Étalons internes
5.3.9 Trichlorure de monoheptyltétain MHTCl C H SnCl 59344-47-7 0,672 B
7 15 3
5.3.10 Dichlorure de diheptylétain DHTCl (C H ) SnCl 74340-12-8 0,817 B
7 15 2 2
5.3.11 Chlorure de tripropylétain TPTCl (C H )SnCl 2279-76-7 0,875 B
3 7 3
5.3.12 Tétrapropylétain TTPT (C H )Sn 2176-98-9 1,000 B
3 7 4
5.3.13 Tétrapentylétain TTPeT (C H )Sn 3765-65-9 1,000 C
5 11 4
a
Numéro d'enregistrement des résumés analytiques de chimie.
b
FP = Facteur de pondération = Masse molaire du cation organostannique/masse molaire du composé organostannique.
c
A pour la solution étalon à composants multiples dans du méthanol.
B pour la solution des étalons internes dans du méthanol.
C pour la solution d'étalons d'injection dans de l'hexane.
5.4 Préparation des réactifs et des solutions
5.4.1 Exigences générales
Préparer ce qui suit (voir aussi le Tableau 3):
⎯ une solution étalon mère A à composants multiples dans du méthanol (par exemple 1 mg/ml);
⎯ des solutions étalons de dopage à composants multiples pour étalonnage en diluant la solution A avec du
méthanol;
⎯ une solution mère B des étalons internes dans du méthanol (par exemple 1 mg/ml);
⎯ une solution de dopage des étalons internes en diluant la solution B avec du méthanol (par exemple
100 ng/ml);
⎯ une solution mère C d'étalon d'injection dans du méthanol (par exemple 2 mg/ml);
⎯ une solution étalon d'injection en diluant la solution C (par exemple 2 µg/ml).
5.4.2 Solution à blanc
Ajouter 20 ml d'eau (5.1) dans une fiole Erlenmeyer à col rodé ou un flacon à bouchon à vis [garni de
polytétrafluoroéthylène (PTFE)].
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5.4.3 Solutions aqueuses d'étalonnage (solution à composants multiples de composés
organostanniques dans de l'eau)
Pour chaque plage de travail, préparer au moins six solutions d'étalonnage, à des niveaux de concentration
appropriés.
Ajouter 20 ml d'eau (5.1) dans une fiole Erlenmeyer à col rodé ou un flacon à bouchon à vis (garni de PTFE).
Sous agitation vigoureuse, transférer à la pipette un volume approprié de la solution de dopage respective en
dessous de la surface et s'assurer que la solution de dopage est correctement répartie dans l'eau. Agiter
pendant 20 min supplémentaires.
5.4.4 Solution d'hydroxyde de potassium méthanolique
Préparer une solution d'hydroxyde de potassium (5.2.5) à 25 % (m/V) dans du méthanol (5.2.12). Cela
constitue la solution d'hydroxyde de potassium méthanolique.
5.4.5 Solution tampon d'acétate
Dissoudre environ 1 mol d'acétate de sodium (équivalant à 82 g d'acétate de sodium anhydre) (5.2.3) dans
500 ml d'eau (5.1) dans une fiole jaugée de 1 l. Ajouter suffisamment d'acide acétique glacial (5.2.1) pour
ajuster le pH à 4,5. Compléter au volume avec de l'eau (5.1) et homogénéiser.
5.4.6 Mélange de solvants
Préparer un mélange solvant d'acide acétique, de méthanol et d'eau à un rapport volumique de 1:1:1.
5.4.7 Agent de dérivation
Préparer une solution à environ 10 % (m/V) de composé de tétraéthylborate (5.2.11) dans du
tétrahydrofurane (5.2.8).
NOTE Cette solution est stable pendant environ trois mois si elle est conservée sous une couche de gaz inerte.
5.5 Purification
5.5.1 Exigences générales
Au minimum, une purification sur silice ou alumine doit être effectuée. Des étapes supplémentaires de
purification (par exemple sur alumine/nitrate d'argent, sur silice/nitrate d'argent, sur cuivre pyrogène) peuvent
être effectuées si nécessaire (voir Annexe B). Une récupération supérieure à 80 % des étalons internes et des
composés cibles doit être obtenue pour chaque étape de purification.
5.5.2 Gel de silice pour la colonne de purification
Chauffer le gel de silice (5.2.6) pendant au moins 12 h à (500 ± 20) °C sur une plaque en quartz dans un four
à moufle. S'assurer que la température ne dépasse pas 520 °C.
Laisser la plaque refroidir dans le four jusqu'à environ 200 °C, transférer la silice dans un flacon en verre à col
large et laisser refroidir jusqu'à température ambiante dans un dessiccateur.
Ajouter de l'eau à la silice refroidie jusqu'à atteindre une fraction massique de 3 %. Fermer le flacon et
homogénéiser son contenu pendant 2 h dans un agitateur.
5.5.3 Alumine pour la colonne de purification
Activer l'alumine (5.2.7) en la chauffant à 600 °C pendant au moins 24 h.
Laisser refroidir dans le four à environ 200 °C, transférer l'alumine dans un flacon en verre à col large et
laisser refroidir à température ambiante dans un dessiccateur.
Ajouter de l'eau à l'alumine refroidie jusqu'à atteindre une fraction massique de 10 %. Fermer le flacon et
homogénéiser son contenu pendant 2 h dans un agitateur.
5.5.4 Colonne de purification
Ajouter environ 5 g d'adsorbant (5.5.2 ou 5.5.3) à une colonne et environ 3 g d'agent déshydratant. S'assurer
que la colonne de purification est remplie de manière homogène, par exemple en utilisant de l'hexane en tant
qu'agent humidifiant pendant le processus de remplissage.
Des colonnes prégarnies dans le commerce peuvent être utilisées en remplacement si elles satisfont aux
exigences de récupération.
5.5.5 Éluant pour la purification de l'extrait sur silice
Un mélange d'hexane (5.2.10) et de solvant plus polaire peut être utilisé comme éluant afin d'obtenir une
élution quantitative de tous les composés organostanniques. Pendant les travaux de routine, environ 5 %
d'acétone (5.2.9) ou 20 % de dichlorométhane (5.2.13) ont été utilisés de manière satisfaisante. Il convient de
déterminer la concentration du solvant polaire dans l'hexane et le volume total de l'éluant avant l'application.
5.5.6 Éluant pour la purification de l'extrait sur alumine
Généralement, l'hexane (5.2.10) est utilisé comme éluant. Il convient de déterminer le volume d'éluant avant
l'application.
6 Appareillage
6.1 Exigences générales
Utiliser la verrerie de laboratoire habituelle.
Toute la verrerie et le matériel qui entrent en contact avec l'échantillon ou l'extrait doivent être soigneusement
nettoyés.
6.2 Appareillage d'échantillonnage
Les dispositifs d'échantillonnage ne doivent pas être source de contamination. Il est recommandé d'utiliser de
l'acier inoxydable, du verre ou du PTFE.
NOTE Le poly(chlorure de vinyle) (PVC), par exemple, peut contenir d'importantes quantités de composés
organostanniques.
Les récipients doivent être inertes et appropriés à la conservation et au transport.
La taille du récipient doit être adaptée au prélèvement d'une quantité appropriée de solide afin d'obtenir un
échantillon représentatif et de faciliter le dosage conformément à la présente Norme internationale dans la
plage de travail étalonnée.
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6.3 Appareillage supplémentaire
Utiliser le matériel courant de laboratoire ainsi que ce qui suit.
6.3.1 Centrifugeuse.
AVERTISSEMENT — L'utilisation de solvants organiques dans des centrifugeuses doit être évaluée
pour des raisons de sécurité.
6.3.2 Colonne en verre pour la purification, par exemple de 15 cm de longueur, d'un diamètre interne de
1 cm, avec un verre fritté, sans robinet.
6.3.3 Agitateur.
6.3.4 Bain à ultrasons ou transducteur à corne.
6.3.5 Balance analytique, de précision et d'étendue de mesure appropriées.
6.3.6 Appareillage de concentration, par exemple un évaporateur rotatif, Kuderna Danish.
6.3.7 Chromatographe en phase gazeuse, équipé d'une colonne capillaire haute résolution de polarité
adaptée et injecteur, avec ou sans division, de préférence muni d'un dispositif de prélèvement automatique
(voir C.1).
6.3.8 Détecteurs (pour des configurations de détecteur types, voir C.2). Les types suivants de détecteurs
peuvent être utilisés pour mesurer les composés organostanniques alkylés:
⎯ spectromètre d'absorption atomique (AAS), four à quartz, lampe à étain (Sn);
⎯ détecteur à photométrie de flamme (FPD), équipé d'un filtre de coupure à 590 nm ou d'un filtre
interférentiel à 610 nm;
⎯ détecteur à photométrie de flamme pulsée (PFPD), doté d'un filtre large bande fonctionnant à 610 nm ou
à 390 nm avec une acquisition temporelle sélective;
⎯ spectromètre de masse (MS) pour mode EI (impact électronique);
⎯ détecteur à émission atomique (AED);
⎯ détecteur spectrométrique de masse avec plasma à couplage inductif (ICP-MS).
6.3.9 Système de traitement de données, adapté au détecteur employé pour l'acquisition et l'évaluation
des données.
7 Mode opératoire
7.1 Échantillonnage et prétraitement des échantillons
[4]
Il convient de prétraiter les échantillons conformément à l'ISO 14507 ou à l'ISO 16720.
Il est recommandé d'utiliser par exemple de l'acier inoxydable, du verre ou du PTFE. Jusqu'au prétraitement,
conserver les échantillons dans un endroit frais.
Si la durée de conservation est inférieure à 48 h, conserver l'échantillon dans un endroit frais à l'abri de la
lumière jusqu'au prétraitement.
Si la durée de conservation dépasse 48 h, congeler l'échantillon (< −18 °C) et le conserver à l'abri de la
lumière.
Il convient que l'échantillon pour laboratoire représente l'échantillon in situ. La quantité d'échantillon prélevée
dépend de l'homogénéité et de la masse sèche obtenue après préparation. Si nécessaire, choisir un matériau
grossier et tamiser à une granulométrie < 2 mm. Mélanger avec une cuillère en métal.
Pour la préparation des échantillons lyophilisés, prendre par exemple 250 g d'échantillon humide in situ puis
procéder à la lyophilisation conformément à l'ISO 16720.
Broyer la matière lyophilisée, par exemple dans un broyeur à billes centrifuge en agate, afin d'obtenir une
consistance pulvérulente homogène. Éviter des températures élevées dans le broyeur par un broyage de
courte durée.
Déterminer la masse sèche de la matière lyophilisée conformément à l'ISO 11465.
Pour doser les composés organostanniques dans la matière originale humide prélevée in situ, prendre
l'échantillon agité et tamisé comme décrit ci-dessus. Prélever dans cet échantillon pour laboratoire homogène
des quantités appropriées de sous-échantillons (échantillons pour essai) pour une analyse ultérieure, pour le
dosage des composés organostanniques et la détermination de la masse sèche conformément à l'ISO 11465.
7.2 Extraction de l'échantillon
7.2.1 Généralités
Ajouter dans un récipient pouvant être fermé (par exemple une fiole Erlenmeyer à col rodé ou un flacon à
bouchon à vis garni de PTFE) 1 g à 5 g de matière solide. Il est recommandé de choisir deux tailles
d'échantillon qui ont un écart d'au moins un facteur 2. S'assurer que la masse des analytes des échantillons
est couverte par la plage de travail.
Prétraiter les échantillons de matières solides, les solutions à blanc (5.4.2) et les solutions aqueuses
d'étalonnage (5.4.3) comme suit.
7.2.2 Extraction acide et dérivation d'une aliquote
Ajouter une quantité appropriée d'un mélange d'étalons internes et d'un mélange solvant acide
acétique/méthanol/eau (1:1:1) à l'échantillon lyophilisé afin d'obtenir une boue d'échantillon contenant au
maximum 20 % de matière solide.
Passer l'échantillon obtenu au bain à ultrasons pendant 30 min.
Transférer toute la boue liquide dans un tube à centrifuger en verre et centrifuger afin d'obtenir une séparation
des phases liquide/solide. Transférer la phase liquide à l'aide d'une pipette dans un autre récipient. Répéter la
procédure d'extraction de la même manière en ajoutant la moitié du volume du mélange solvant d'extraction
utilisé pour la première étape d'extraction. Combiner les deux solutions d'extraction avant la dérivation.
Pour la dérivation, ajouter de l'hydroxyde de sodium aqueux (5.2.2) à une aliquote appropriée (au moins 5 ml)
de la solution d'extraction obtenue ci-dessus et ajuster le pH à 4,5 en utilisant de l'acide acétique (5.2.1).
Après avoir ajouté 5 ml d'hexane (5.2.10) et la solution à 10 % de composé à base de
tétraéthylborate (5.2.11) dans du tétrahydrofurane (5.2.8) (0,5 ml/g d'échantillon prélevé), agiter
immédiatement manuellement la solution pendant 1 min. Ensuite agiter tout le mélange pendant 20 min dans
un appareil à secouer mécanique. Répéter l'opération. Les phases d'hexane séparées sont combinées et
séchées sur du sulfate de sodium (5.2.4) et concentrées à 1 ml.
Les solutions à blanc et les solutions aqueuses d'étalonnage (5.4.2 et 5.4.3) doivent être traitées de la même
manière que les échantillons.
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7.2.3 Traitement alcalin et dérivation in situ
Ajouter une quantité appropriée de la solution d'étalons internes et d'eau (5.1) à l'échantillon lyophilisé afin
d'obtenir une boue d'échantillon contenant au maximum 20 % de matières solides.
Agiter pendant environ 20 min et s'assurer que la solution de dopage est correctement distribuée dans l'eau
ou la boue liquide.
Ajouter de la solution d'hydroxyde de potassium méthanolique (1,2 ml/g d'échantillon prélevé) (voir 5.4.4) et
20 ml d'hexane (5.2.10). Chauffer à 70 °C pendant 1 h dans un récipient fermé (vérifier l'étanchéité). Choisir
un volume de solution d'hydroxyde de potassium méthanolique de manière à s'assurer que la boue liquide est
alcaline. Un traitement aux ultrasons (par exemple pendant quelques minutes suivi d'une agitation pendant
1 h) ou un traitement pendant une nuit à température ambiante peut remplacer le traitement à 70 °C pendant
1 h.
Ajouter de l'acide acétique (5.2.1) afin d'ajuster le pH à 4,5. Ajouter 10 ml de solution tampon d'acétate (5.4.5)
et agiter pendant environ 1 min. Ajouter à la solution tamponnée la solution à 10 % de composé à base de
tétraéthylborate dans du tétrahydrofurane (voir 5.4.7) (0,5 ml/g d'échantillon prélevé). Agiter pendant
environ 2 h. Répéter l'opération de dérivation et agiter pendant au moins 1 h. S'assurer que les phases sont
bien mélangées.
Séparer les phases à l'aide d'une centrifugeuse. Recueillir la couche d'hexane et la sécher avec du sulfate de
sodium (5.2.4) puis réduire le volume de la phase organique à 1 ml en utilisant un appareil approprié, mais en
évitant en tout cas la réduction à sec.
Les solutions à blanc et les solutions aqueuses d'étalonnage (5.4.2 et 5.4.3) doivent être traitées de la même
manière que les échantillons.
7.2.4 Dosage séparé du TTBT dans l'échantillon humide in situ
Le dosage du TTBT peut être effectué par extraction de l'échantillon humide prélevé in situ avec de l'hexane
sans étape de dérivation. Par conséquent, il est possible de prélever une quantité plus importante
d'échantillon humide in situ homogénéisé (5 g ou plus) et d'utiliser uniquement du tétrapropylétain comme
étalon interne.
7.3 Purification de l'extrait
7.3.1 Généralités
Si nécessaire, des extraits d'échantillons doivent être soumis à une purification par chromatographie
d'adsorption. Si les mesurages par chromatographie des composés cibles sont perturbés par des
interférences, appliquer d'autres modes opératoires appropriés de purification (voir l'Annexe B) à condition
d'obtenir une récupération des composés internes supérieure à 80 % pour chaque étape de purification. Les
solutions à blanc et les solutions de référence doivent être traitées de la même manière.
NOTE 1 Le triphénylétain élue de la colonne de purification plus tard que les autres composés organostanniques. Si le
TPHT n'est pas à analyser, l'efficacité de la purification peut être améliorée en réduisant le volume d'éluant, la teneur en
eau de l'adsorbant ou la concentration du solvant polaire en hexane.
NOTE 2 Des boroxines se forment pendant la dérivation et peuvent interférer avec la colonne de chromatographie en
phase gazeuse. Elles sont éliminées par purification sur silice avec de l'hexane, mais elles peuvent être éluées si de
l'acétone est rajoutée à l'éluant. Une autre méthode de séparation consiste à agiter avec une solution de NaOH; les
composés organostanniques peralkylés sont stables par rapport à la solution de NaOH.
7.3.2 Purification sur silice et alumine
Rincer la colonne de purification préparée extemporanément conformément à 5.5.4 avec 30 ml d'hexane
(5.2.10).
Transférer l'extrait concentré dans l'hexane sur la colonne de purification (5.5.4). Une fois l'extrait introduit
dans la partie supérieure de la couche absorbante, ajouter avec précaution le volume d'éluant nécessaire
(5.5.5 ou 5.5.6).
Recueillir l'éluat et réduire le volume de la phase organique à 1 ml en utilisant un appareillage approprié mais,
dans tous les cas, éviter la réduction à sec.
Si la chromatographie se révèle inacceptable, appliquer d'autres modes opératoires de purification (voir
l'Annexe B).
7.4 Détermination de la masse sèche
Déterminer la fraction de masse sèche par gravimétrie conformément à l'ISO 11465. La fraction de masse
sèche des échantillons humides prélevés in situ ou des matériaux lyophilisés est exprimée en pourcentage.
NOTE Les normes suivantes peuvent être utilisées pour d'autres solides: l'EN 12880 pour les sédiments ou les
boues; l'EN 14346 pour les déchets.
7.5 Mesurage
7.5.1 Séparation par chromatographie en phase gazeuse
Optimiser l'instrument conformément aux instructions du fabricant. Assurer au moins une séparation des
lignes de base des pics cibles examinés; une résolution plus élevée est recommandée afin d'éviter dans la
mesure du possible la coélution des composés de matrice (pour les conditions types de chromatographie en
phase gazeuse, voir C.1).
Il convient que la résolution du triphényléthylétain et du tricyclohexyléthylétain soit au minimum de 0,8.
Préparer des solutions d'injection des blancs, des solutions de référence et des solutions d'échantillons en
ajoutant par exemple 50 µl d'étalon d'injection (voir 5.4.1) à l'extrait final de 1 ml.
Injecter un volume approprié des extraits d'échantillons préparés dans le dispositif d'injection d'un
chromatographe en phase gazeuse. Enregistrer les temps de rétention et l'intensité du signal de chaque
composé.
Quantifier les signaux de chromatographie en phase gazeuse en aires de pic ou en hauteurs de pic.
L'évaluation utilisant les aires de pic est recommandée dans le cas d'une détection non continue (par exemple
la spectrométrie de masse).
NOTE Dans la présente Norme internationale, seule l'évaluation au moyen des aires de pic est décrite à titre d'exemple.
7.5.2 Détection et identification
Utiliser un détecteur approprié (voir 6.3.8) pour surveiller les pics cibles.
Identifier les analytes par comparaison des temps de rétention pour les échantillons et pour les références,
indépendamment du système de détection. Les exigences minimales applicables à l'identification sont les
suivantes: temps de rétention avec une tolérance de ± 0,02 min et temps de rétention relatifs avec une
tolérance de ± 0,1 % sur la durée totale de fonctionnement d'un chromatogramme.
En fonction des critères de temps de rétention, trois points d'identification sont nécessaires. Pour le couplage
chromatographie phase gazeuse et spectrométrie de masse (GC-MS), ce mode opératoire est décrit dans
l'ISO 22892. Chaque masse individuelle qui remplit les critères donne un point d'identification. Les points
d'identification pour les autres détecteurs sont décrits dans le Tableau 4. Si le détecteur ne donne pas trois
points d'identification, des points supplémentaires peuvent être obtenus, en utilisant par exemple une
deuxième colonne ou par reconnaissance de formes (voir aussi l'ISO 22892).
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Tableau 4 — Points d'identification
Détecteur Nombre de points d'identification Remarque
FPD, PFPD 2
MS 1 pour chaque masse individuelle Faire référence à l'ISO 22892
MS-MS 2 pour chaque transfert de masse
n
MS 1 pour chaque transfert de masse
AED 3 Lignes spectrales différentes
ICP-MS 3
AAS 3
8 Étalonnage
L'étalonnage est réalisé en utilisant des étalons, y compris des étalons internes, tout au long du mode
opératoire. Les composés organostanniques non dérivés sont ajoutés dans de l'eau pour donner des
solutions aqueuses d'étalonnage (5.4.3). L'intégralité du mode opératoire de dérivation, d'extraction, de
purification et de concentration est effectuée afin d'établir des courbes d'étalonnage. Il convient d'utiliser au
moins six solutions d'étalonnage à différentes concentrations pour préparer la courbe d'étalonnage.
Pour la quantification des composés de monobutylétain et de monooctylétain, utiliser du trichlorure de
monoheptylétain (MHTCI) comme étalon interne; pour la quantification des composés de dibutylétain et de
dioctylétain, utiliser du dichlorure de diheptylétain (DHTCI) comme étalon interne et pour la quantification des
composés de tributylétain, de triphénylétain et de tricyclohexylétain, utiliser du chlorure de tripropylétain
(TPTCI) comme étalon interne. La récupération des étalons internes correspondant à chaque groupe de
composés organostanniques est à contrôler pour vérifier que la dérivation et l'extraction sont complètes; pour
la quantification du tétrabutylétain, utiliser du tétrapropylétain (TTPT) comme étalon interne.
À partir des chromatogrammes, dériver par intégration les aires de pic des dérivés de cations
organostanniques, du TTBT et des étalons internes. Calculer, pour chaque cation organostannique et le TTBT,
une courbe d'étalonnage selon l'Équation (1) pour chaque plage de travail en utilisant la régression linéaire
par la méthode des moindres carrés.
ya=⋅x+a (1)
où
x est le rapport des masses des dérivés du cation organostannique, ou du TTBT (m ), et de l'étalon
i
interne correspondant (m ) dans la solution de référence;
I
m
i
x = (2)
m
I
a est la pente de la courbe d'étalonnage;
y est le rapport des aires de pic des dérivés du cation organostannique, ou du TTBT, et de l'étalon
interne correspondant dans les chromatogrammes des solutions d'étalonnage;
a est l'intersection de la courbe d'étalonnage.
9 Taux de récupération des composés étalons internes
Les récupérations facilitent la détection des erreurs systématiques causées par le mode opératoire ou par la
matrice de l'échantillon, en permettant d'obtenir des indications quant à la fiabilité du mode opératoire. Des
exemples sont donnés dans le Tableau A.1 (A à D) pour aider à l'évaluation des causes et des effets
possibles.
Ces récupérations ne doivent pas être utilisées pour effectuer le calcul des résultats. Il convient qu'elles soien
...
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