ISO 16094-2:2025
(Main)Water quality — Analysis of microplastic in water — Part 2: Vibrational spectroscopy methods for waters with low content of suspended solids including drinking water
Water quality — Analysis of microplastic in water — Part 2: Vibrational spectroscopy methods for waters with low content of suspended solids including drinking water
This document establishes key principles for the investigation of microplastics in drinking water and water with low content of natural suspended solids using a microscopy technique coupled with vibrational spectroscopy. This method is applicable to: — determine the size of microplastics [which range from 1 µm to 5 000 µm], count them and classify them by size range; — identify the chemical composition of microplastics, the main ones (most used in industry and most abundant in the environment) being: polyethylene (PE), polypropylene (PP), polyethylene terephthalate (PET), polycarbonate (PC), polystyrene (PS), polytetrafluoroethylene (PTFE), polyvinyl chloride (PVC), polyamide (PA), polymethyl methacrylate (PMMA) and polyurethane (PU); This method is applicable to water with a low content of organic matter and other suspended matter as defined in ISO 6107 (1 mg/l to 100 mg/l or lower when interfering with the determination), i.e., — ultrapure water; — water intended for human consumption; — raw groundwaters. Given the very low concentrations of microplastics usually present in these waters, special attention needs to be paid to potential sources of contamination during sample preparation. This method is intended to determine and characterize large numbers of particles in the sample in automatic mode. This method can also identify the nature of the other particles that are outside the scope of this document, for example minerals, proteins, cellulose and pigments. This method does not apply to the characterization of substances intentionally added to or adsorbed on the surface of microplastics. This method does not apply to the determination of the geometric shape of microplastics.
Qualité de l'eau — Analyse des microplastiques dans l'eau — Partie 2: Méthodes de spectroscopie vibrationnelle pour les eaux à faible teneur en matières en suspension, y compris l'eau potable
Le présent document établit les principes clés de l'étude des microplastiques dans l'eau potable et les eaux à faible teneur en matières en suspension naturelles à l'aide d'une technique de microscopie couplée à une spectroscopie vibrationnelle. Cette méthode est applicable pour: — déterminer la taille des microplastiques [qui va de 1 µm à 5 000 µm], les dénombrer et les classer par intervalles de tailles; — identifier la composition chimique des microplastiques, dont les principaux (les plus utilisés dans l'industrie et les plus présents dans l'environnement) sont les Polyéthylène (PE), Polypropylène (PP), Poly(téréphtalate d'éthylène) (PET), Polycarbonate (PC), Polystyrène (PS), Polytétrafluoroéthylène (PTFE), Polychlorure de vinyle (PVC), Polyamide (PA), Polyméthacrylate de méthyle (PMMA) et Polyuréthane (PU); Cette méthode est applicable aux eaux à faible teneur en matière organique et en autres matières en suspension comme défini dans l'ISO 6107 (1 mg/l à 100 mg/l ou moins lorsque cela interfère avec la détermination), notamment: — les eaux ultra pures; — les eaux destinées à la consommation humaine; — les eaux souterraines brutes. Étant donné les très faibles concentrations de microplastiques habituellement présentes dans ces eaux, une attention particulière doit être portée aux possibles sources de contamination lors de la préparation de l'échantillon. Cette méthode a pour but de déterminer et de caractériser un grand nombre de particules dans l'échantillon en mode automatique. Cette méthode peut aussi identifier la nature des autres particules qui n'entrent pas dans le domaine d'application du présent document, par exemple les minéraux, les protéines, la cellulose et les pigments. Cette méthode ne s'applique pas à la caractérisation des substances intentionnellement ajoutées ou adsorbées à la surface des microplastiques. Cette méthode ne s'applique pas à la détermination de la forme géométrique de microplastiques.
General Information
Relations
Standards Content (Sample)
International
Standard
ISO 16094-2
First edition
Water quality — Analysis of
2025-09
microplastic in water —
Part 2:
Vibrational spectroscopy methods
for waters with low content
of suspended solids including
drinking water
Qualité de l'eau — Analyse des microplastiques dans l'eau —
Partie 2: Méthodes de spectroscopie vibrationnelle pour les eaux
à faible teneur en matières en suspension, y compris l'eau potable
Reference number
© ISO 2025
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Published in Switzerland
ii
Contents Page
Foreword .v
Introduction .vi
1 Scope . 1
2 Normative references . 2
3 Terms, definitions and abbreviations . 2
3.1 Terms and definitions .2
3.2 Abbreviations .3
4 Principle . 4
5 Interferences . 4
6 Reagents, consumables and reference materials . 4
6.1 General .4
6.2 Particle-free water of known quality .4
6.3 Surfactant solution .5
6.4 Ethanol .5
6.5 Plastic reference material . .5
6.6 Containers for filter storage .5
7 Precautions for the laboratory environment, equipment and materials . 5
7.1 Operating precautions linked to the laboratory environment .5
7.2 Equipment .5
7.2.1 General .5
7.2.2 Infrared (IR) apparatus coupled to microscope.5
7.2.3 Raman coupled to microscope .6
7.2.4 Filtration system .6
7.2.5 Characteristics of filters: type and sizes.7
7.3 Precautions and cleaning protocol for materials .7
7.4 Bottles or containers for sampling .7
8 Sampling . 8
9 Operating protocol . 8
9.1 Volume of test sample .8
9.2 Sample filtration protocol .8
9.3 Analytical control blanks .9
9.4 Adjustment and calibration of instruments .9
9.4.1 Infrared microscope .9
9.4.2 Raman microscope .9
9.5 Cartesian coordinates of analysed particles.10
9.6 Analysis of the filter surface .10
9.6.1 General .10
9.6.2 Choice of the optical objectives .10
9.6.3 Selection of particles to be analysed or choice of the analysed surface area.10
9.6.4 TOTAL Model .10
9.6.5 RANDOM Model.11
9.6.6 CAKE Model .11
9.6.7 SPIRAL or HELIX Model . 12
9.6.8 Particles enumeration and size description . 12
9.6.9 IR spectra acquisition and particle identification . 12
9.6.10 Raman spectral acquisition and particle identification . 13
9.7 Sampling and analytical control blank analysis . 13
9.8 Spectra treatment . 13
9.9 Criteria of chemical composition identification.14
9.10 Spectral interferences .14
9.10.1 General .14
iii
9.10.2 Pigments or dyes . 15
9.10.3 Polyamide versus natural proteins . 15
9.10.4 Polyethylene versus other molecules with long CH-chain . 15
10 Method characterization and verification .15
10.1 General . 15
10.2 Verification of the particle size measurement accuracy . 15
10.3 Verification of microplastics identification and classification at claimed size . 15
10.4 Determination of minimal HQI for automatic identification .16
10.5 Determination of the reporting limits of the method .16
10.6 Verification of microplastics recovery rate of the method .17
11 Quality check of analytical control blanks in test series . 17
12 Expression of results .18
13 Test report .18
Annex A (informative) List of characteristic wavenumbers for the main polymers .20
Annex B (informative) Creation of an internal spectral database .23
Annex C (informative) Description of known interference during acquisition of spectral
fingerprint — Presence of pigments . .26
Annex D (informative) Description of known interference during acquisition of spectral
fingerprint — Interference between natural and synthetic polyamides (proteins and
polyamide 6-6) .27
Annex E (informative) Description of a known interference during acquisition of a spectral
fingerprint – Interferences of molecules with long CH-chain . .29
Annex F (informative) Quantum Cascade Laser (QCL) IR microscopy .32
Annex G (informative) Performance data .33
Bibliography .35
iv
Foreword
ISO (the International Organization for Standardization) is a worldwide federation of national standards
bodies (ISO member bodies). The work of preparing International Standards is normally carried out through
ISO technical committees. Each member body interested in a subject for which a technical committee
has been established has the right to be represented on that committee. International organizations,
governmental and non-governmental, in liaison with ISO, also take part in the work. ISO collaborates closely
with the International Electrotechnical Commission (IEC) on all matters of electrotechnical standardization.
The procedures used to develop this document and those intended for its further maintenance are described
in the ISO/IEC Directives, Part 1. In particular, the different approval criteria needed for the different types
of ISO documents should be noted. This document was drafted in accordance with the editorial rules of the
ISO/IEC Directives, Part 2 (see www.iso.org/directives).
ISO draws attention to the possibility that the implementation of this document may involve the use of (a)
patent(s). ISO takes no position concerning the evidence, validity or applicability of any claimed patent
rights in respect thereof. As of the date of publication of this document, ISO had not received notice of (a)
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this may not represent the latest information, which may be obtained from the patent database available at
www.iso.org/patents. ISO shall not be held responsible for identifying any or all such patent rights.
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constitute an endorsement.
For an explanation of the voluntary nature of standards, the meaning of ISO specific terms and expressions
related to conformity assessment, as well as information about ISO's adherence to the World Trade
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This document was prepared by Technical Committee ISO/TC 147, Water quality, Subcommittee SC 2, Physical,
chemical and biochemical methods, in collaboration with the European Committee for Standardization
(CEN) Technical Committee CEN/TC 230, Water analysis, in accordance with the Agreement on technical
cooperation between ISO and CEN (Vienna Agreement).
A list of all parts in the ISO 16094 series can be found on the ISO website.
Any feedback or questions on this document should be directed to the user’s national standards body. A
complete listing of these bodies can be found at www.iso.org/members.html.
v
Introduction
Pollution linked to microplastics is recognized as a global phenomenon. The standardization of the sampling,
quantification and identification protocols is required to ensure reliability and comparability of the data
produced for health and environmental risk assessments.
Microplastics in water can be identified and quantified using various methodological approaches. Depending
on the measurement objectives, several complementary approaches shall be used to cover the full spectrum
of microplastics (size and chemical nature). Table 1 resumes the characteristics and the information
obtained with spectroscopic techniques.
Table 1 — Characteristics of the various analytical techniques and information obtained.
Characteristics and information ob-
Raman micro spectroscopy Infrared micro spectroscopy
tained
Type of sample Water filtrate residues
Chemical nature of the polymer Yes
Information provided by analytical
Functional groups
technique
Results expression Polymer type, number of particles, size of particles
Minimum measurable size range of
1 µm to 5 µm 20 µm
particles
Minimum mass subject to measure-
Undefined
ment after preparation
Consequences for the test sample after
Non-destructive
measurement
Main interferences mineral particles, coloured par- mineral particles, proteins, surface
ticles, pigments, fluorescence, alterations by biofilms or weathering,
fatty acids, fatty amides, proteins, particles loaded with carbon black,
surface alterations by biofilms or presence of water, carbohydrates gen-
weathering, carbohydrates, gener- erated by microbes
ated by microbes
vi
International Standard ISO 16094-2:2025(en)
Water quality — Analysis of microplastic in water —
Part 2:
Vibrational spectroscopy methods for waters with low
content of suspended solids including drinking water
WARNING — Persons using this document should be familiar with normal laboratory practice. This
document does not purport to address all of the safety problems, if any, associated with its use. It is
the responsibility of the user to establish appropriate safety and health practices.
IMPORTANT — It is absolutely essential that tests conducted in accordance with this document be
carried out by suitably qualified staff.
1 Scope
This document establishes key principles for the investigation of microplastics in drinking water and
water with low content of natural suspended solids using a microscopy technique coupled with vibrational
spectroscopy.
This method is applicable to:
— determine the size of microplastics [which range from 1 µm to 5 000 µm], count them and classify them
by size range;
— identify the chemical composition of microplastics, the main ones (most used in industry and most
abundant in the environment) being: polyethylene (PE), polypropylene (PP), polyethylene terephthalate
(PET), polycarbonate (PC), polystyrene (PS), polytetrafluoroethylene (PTFE), polyvinyl chloride (PVC),
polyamide (PA), polymethyl methacrylate (PMMA) and polyurethane (PU);
This method is applicable to water with a low content of organic matter and other suspended matter as
defined in ISO 6107 (1 mg/l to 100 mg/l or lower when interfering with the determination), i.e.,
— ultrapure water;
— water intended for human consumption;
— raw groundwaters.
Given the very low concentrations of microplastics usually present in these waters, special attention needs
to be paid to potential sources of contamination during sample preparation.
This method is intended to determine and characterize large numbers of particles in the sample in
automatic mode.
This method can also identify the nature of the other particles that are outside the scope of this document,
for example minerals, proteins, cellulose and pigments.
This method does not apply to the characterization of substances intentionally added to or adsorbed on
the surface of microplastics. This method does not apply to the determination of the geometric shape of
microplastics.
2 Normative references
The following documents are referred to in the text in such a way that some or all of their content constitutes
requirements of this document. For dated references, only the edition cited applies. For undated references,
the latest edition of the referenced document (including any amendments) applies.
ISO 14644-1:2015, Cleanrooms and associated controlled environments — Part 1: Classification of air cleanliness
by particle concentration
ISO/IEC Guide 99:2007, International vocabulary of metrology — Basic and general concepts and associated
terms (VIM)
3 Terms, definitions and abbreviations
3.1 Terms and definitions
For the purposes of this document, the following terms and definitions apply.
ISO and IEC maintain terminological databases for use in standardization at the following addresses:
— ISO Online browsing platform: available at https:// www .iso .org/ obp
— IEC Electropedia: available at https:// www .electropedia .org/
3.1.1
microplastics
solid plastic or synthetic polymer particle insoluble in water with the largest dimension between 1 μm and 5 mm
Note 1 to entry: Microplastics can have various shapes.
Note 2 to entry: This definition encompasses the ISO/TR 21960 definitions of large microplastics and microplastics.
Note 3 to entry: The term “microplastics” covers the sum of several individual microplastic particles.
3.1.2
microparticle
solid particle insoluble in water, with the largest dimension between 1 μm and 5 mm
3.1.3
Raman spectroscopy
spectroscopy in which the Raman effect (3.1.4) is used to investigate molecular energy levels
[SOURCE: ISO 18115-2:2021, 5.129]
3.1.4
Raman effect
emitted radiation, associated with molecules illuminated with monochromatic radiation, characterized by
an energy loss or gain arising from rotational or vibrational excitations
[SOURCE: ISO 18115-2:2021, 5.128]
3.1.5
infrared spectroscopy
analytical chemical technique based on absorption of infrared radiation by chemical moieties (functional
groups) in the specimen, used to identify and quantitate the absorbing chemical moieties
[SOURCE: ISO/TS 14101:2012, 3.3]
3.1.6
particle-free water
water not containing microplastics (3.1.1) or with the lowest possible concentration of microplastics (3.1.1)
3.1.7
Feret diameter
distance between two parallel lines which are tangent to the perimeter of a particle
[SOURCE: ISO 10788:2014, 2.1.4]
3.1.8
maximum Feret diameter
maximum length of an object whatever its orientation
[SOURCE: ISO/TR 945-2:2011, 2.1]
3.1.9
reporting limit
smallest number of objects (microplastics (3.1.1)) that the laboratory can measure reliably by type of polymer
and size class under routine laboratory operating conditions
Note 1 to entry: A different reporting limit can be associated with each filter reading model.
Note 2 to entry: For the determination of the reporting limit see 10.5.
3.1.10
correlation index
hit quality index
HQI
index or spectral correlation coefficient (typically between 0 and 1) or percentage allowing the calculation
of the similarity between two spectral signatures
3.2 Abbreviations
ATR Attenuated total reflection
FTIR Fourier-transform infrared spectroscopy
HEPA filter High-efficiency particulate air filter
HQI Hit quality index
IR Infrared spectroscopy
PA Polyamide
PC Polycarbonate
PE Polyethylene
PET Poly(ethylene terephthalate)
PMMA Poly(methyl methacrylate)
PP Polypropylene
PS Polystyrene
PTFE Polytetrafluoroethylene
PU Polyurethane
PVC Poly(vinyl chloride)
R Reporting limit
L
SDS Sodium dodecyl sulfate
USAF United States Air Force
µFTIR Microscopy coupled with FTIR spectroscopy
µRaman Microscopy coupled with Raman spectroscopy
4 Principle
Counting and identification are based on filtering a specified volume of a water or prepared water sample
through a filtering membrane with a pore size able to retain the microplastics of interest (based on the
microplastics size class claimed to be analysable by the laboratory). The filter is subsequently analysed by
microscopy coupled with at least one of the following two techniques:
a) Infrared spectroscopy is used to characterize the molecular composition and the structure of a
material. It is based on the absorption of infrared radiation by the analysed material. Absorption bands
are obtained, resulting from intramolecular vibrational modes that absorb the infrared radiation of
characteristic wavenumbers, enabling the identification of organic or mineral materials.
b) Raman spectroscopy is used to characterize the molecular composition and the structure of a material.
A beam of monochromatic light is transmitted onto the sample to be studied and the scattered light
is analysed having been collected by a lens sent into the instrument’s detection unit to measure the
intensity of light in the covered wavenumber range.
Both techniques coupled with optical microscopy µFTIR and µRaman can be used to obtain the size
distribution and number of the microplastics and identify the type of polymer.
5 Interferences
One of the main problems is to correctly detect and identify microplastic particles in real samples when
they are mixed with other solid particles naturally present in the matrices of interest (e.g. minerals, natural
organic matter).
Given the very low concentrations of microplastics usually present in these waters, special attention
should be paid to possible sources of external contamination during sampling and sample preparation.
[ ]
Recommendations 2 for avoiding external contamination by microplastics are given in 7.1, 7.3, 7.4, and
Clause 8.
It should be noted that microplastics spectral identification interference can occur with natural present
particles in the water with similar or partially similar spectral information and can lead to false negative or
false positive results in terms of microplastic identification. Some common cases and recommendations for
the content of the spectral database are given in 9.10 and in Annexes B to E.
6 Reagents, consumables and reference materials
6.1 General
Ensure that water and all chemicals are free from microplastics in advance and remove them by filtration
before use (for example, through the cellulose filter or a non-polymeric membrane with a pore size of < 1 µm).
6.2 Particle-free water of known quality
Water not containing microplastics or with the lowest possible concentration of microplastics, estimated by
calculating the mean value and regularly checked via the test of analytical control blanks.
This water can be prepared by the laboratory using ultrapure water previously filtered using a filter made
of inorganic materials (e.g. a < 1 µm filter). This water can also be purchased.
6.3 Surfactant solution
6.4 Ethanol
6.5 Plastic reference material
The reference materials are used to check process and equipment performance in terms of identification of
size and type of microparticles.
6.6 Containers for filter storage
Glass or metal containers should be used.
7 Precautions for the laboratory environment, equipment and materials
7.1 Operating precautions linked to the laboratory environment
The space dedicated to preparing and filtering samples should be free from polymer coatings or materials.
It shall at least include a laminar flow hood as given in ISO 14644-1:2015, ISO 5 type, equipped with a HEPA
filter. Regular cleaning of the laboratory environment is mandatory (e.g. hood and lab bench). To do this,
ethanol, surfactant, particle-free water and suitable wipes free of synthetic polymers may be used.
In particular, operators shall:
— not wear gloves. If gloves are necessary for safety reasons, potential sample contamination by
microplastics and chemicals which can cause spectral interference with microplastics (9.10 and Annex E)
shall be checked in advance;
— wash their hands prior to starting the manipulations with samples, especially after washing the outsides
of containers and when entering rooms dedicated to handling samples;
— wear a cotton lab coat or, if necessary, a clean anti-static lab coat (e.g. coloured and characterized
regarding the materials/polymer in order to exclude the type of polymer from the sample results report);
— not wear face masks made of synthetic polymers; do not wear clothing made of synthetic fibers (fleece
jackets for example), body cleansing products or cosmetics likely to generate microplastics in the
laboratory environment (e.g. nail varnish, foundations, exfoliating products).
The laboratory should protect the sample from all contamination coming from the laboratory working
environment especially when transporting the sample between the preparation workstation and the
analysis workstation (e.g. by covering the sample with aluminium foil or placing it in a suitable container),
and during the final analysis stage.
7.2 Equipment
7.2.1 General
Depending on the instrument suppliers, the recognition of particles, their acquisition and their identification
may be manual or automatic.
7.2.2 Infrared (IR) apparatus coupled to microscope
— an optical microscope with objectives enabling at least 4× magnification and able to work in visible light;
— a high-resolution camera able to display the particles on a computer screen;
— a suitable positioning system, to move the filter under the IR light beam;
(1))
— a calibrated infrared spectrometer, able to record a spectrum in transmission, reflection or ATR mode
-1 -1(2)) -1
in the infrared range, between 4 000 cm and 750 cm , with resolution better than or equal to 8 cm .
The correct operation of the equipment should be regularly checked by analysing a spectral reference;
— software enabling the acquisition of spectra and the correction of filter background noise and their
comparison with a spectral database;
— a spectral database which contains at least several types of spectra of PE, PET, PP, PS, PC, PVC, PMMA,
PTFE, PA, PU, see Annex A, natural materials that are likely to be present in samples (e.g. proteins,
cellulose, see 9.10 and Annex C to Annex E). The laboratory may supplement the database with spectra
recorded in-house, including those obtained from degraded polymers (UV, thermal degradation).
7.2.3 Raman coupled to microscope
— an optical microscope with at least a 5× objective to illuminate the sample and work at least under
"bright field" light; The use of "dark field" light can be useful in certain specific cases depending on the
filter chosen. Generally, at least a 20× lens is used in this case;
— a high-resolution camera able to display the particles on a computer screen;
— a suitable motorized stage, to move the filter under the laser beam;
— a laser in the wavelength ranges of 532 nm (green) or 785 nm (red) with adjustable power (for which the
power and the sample excitation duration can be modified). The use of a 785 nm laser helps to improve
the identification of certain coloured or fluorescent particles;
-1 -1
— a calibrated Raman spectrometer, able to record a spectrum in the range of 4 000 cm to 200 cm , with
-1
resolution lower than or equal to 6 cm . The correct operation of the equipment should be regularly
checked via the measurement of a reference material (e.g. Si). Correct spectral positioning of the
Raman signal and order of intensity should be checked;
— software for spectrum acquisition, fluorescence correction and comparison of spectra with a spectral
database which contains at least spectra of PE, PET, PP, PS, PC, PVC, PMMA, PTFE, PA, PU, see Annex A,
natural materials that are likely to be present in samples (e.g. proteins, cellulose) and pigments (see
9.10, and Annex C to Annex E). The laboratory may supplement the database spectra recorded in-house,
including those obtained from degraded polymers (UV, thermal degradation).
7.2.4 Filtration system
Plastic items in contact with the sample should be completely avoided: use glass and metal items only.
The filtration system can consist of:
— a vacuum pump or equivalent system;
— a filtration support for discharging the filtered water (filtration manifold, conical flask, flask with neck,
etc.), taking care to ascertain and control the chemical composition of any pipes and seals;
— a filter support that is adapted to the diameter or the surface area of the filter;
— a funnel, e.g. made of glass, suitable for the volume to be filtered;
— a glass or metal protection covering the funnel to protect the sample from atmospheric contamination;
and, if necessary:
— a sintered-glass filter;
— a system to retain the assembly (metal retention clip).
1) ATR is mainly used for identification of single particles (e.g. for confirmation).
2) Some alternate technologies use different spectral range (Annex F).
The filtering operation is performed under a laminar flow hood at least. The filtration equipment shall be
cleaned beforehand (see 7.3).
7.2.5 Characteristics of filters: type and sizes
The types of filter used shall meet the following characteristics:
— compatibility with IR and/or Raman measurements: i.e. filters that do not present spectral bands that can
interfere with the target microplastics and that are suitable for the chosen acquisition mode: reflective
(3))
filters for Raman and reflectance FTIR or IR-transparent filters for transmission FTIR .
— flatness: use filters with the best possible flatness such as silicon, alumina filters or metal (commonly
(4))
gold) covered polycarbonate filters . Filter flatness can be enhanced by using special filter holders;
— without any microplastics release or with a release of an unavoidable minimum guaranteeing minimal
(3)
background noise ;
— heat and mechanical resistance (resistance to laser if Raman is used);
— resistance to oxidation;
— suitable porosity (pores diameter and distance between them).
The size of the filters and pores shall suit the quantity of microparticles and their size in the sample.
10 mm × 10 mm square filters or 13 mm or 25 mm diameter round filters are commonly used in laboratories.
The minimum cut-off threshold (size of filter pores) shall be smaller than the minimum microplastics size
class limit claimed by the laboratory.
When choosing the type of filter, the laboratory will check that the distances between pores are large enough
to perform the correct measurement of background spectrum.
7.3 Precautions and cleaning protocol for materials
Small equipment that can release microplastics such as those analysed (e.g. PP, PC, PA, PTFE) should not be used.
All items (glassware, metal etc.) which are in contact with the samples, including containers for sampling,
shall be subject to special attention and shall be cleaned thoroughly, by applying the following protocol or
other suitable cleaning procedures:
— Immerse the glass items in a suitable surfactant solution, with a sufficient contact time.
— Then rinse the items with a suitable product (e.g. 50 % ethanol or a cleaning agent) and complete rinsing
with particle-free water of known quality (6.3). Leave the equipment in the laminar flow bench to air
dry. Do not wipe it dry.
— As an alternative, glass items can be filled with particle-free water of known quality and surfactant
and put in an ultrasonic bath for 5 min. The water is removed, and the entire procedure is repeated an
additional two times.
— Containers, glassware and utensils may be calcined at 480 °C for 2 h or 450 °C for 6 h.
7.4 Bottles or containers for sampling
The containers used for water sampling shall follow the same cleaning protocol (see 7.3) as the small
equipment and shall be verified by analysing a sampling blank (see clause 8) (containers are not needed for
bottled water).
3) Filters such as polycarbonate with no metal coating, polyamide 6-6 (e.g. nylon), PTFE, etc. are normally not compatible.
Some specific kind of coloured PTFE with recognizable spectral fingerprint may be used with Raman instruments.
4) Depending on the type of equipment (autofocus mode), nitrocellulose filters can be used with IR, fibreglass filters can
be used with Raman.
Alternatively, cleaning of the sampling containers can be performed by rinsing the internal part of the
container three times with the water to be sampled.
Additional layers of aluminium foil may be used between the container and the cap to protect the sample
from direct contact with plastic.
Bottles or containers made of plastic or containing plastic materials on the surface should not be used for
the water sampling.
Store the glassware and metal items in glass or metal containers or under a laminar flow hood following
appropriate cleaning. It is also possible to protect the sampling equipment and containers using aluminium foil.
8 Sampling
An appropriate sampling procedure is the key to limit the risk of contaminating the sampled water (via
air, the operator or bottles/containers). Operators shall correctly wash their hands, have hair tied back if
necessary and wear suitable clothing (free from synthetic polymers) throughout the sampling process.
The samples shall be collected in appropriate containers or in flow through system filters and shall
subsequently be transferred to containers that have been previously cleaned.
The volume and number of samples can be chosen as a function of the type of water to be analysed and the
representativeness of the sample.
The flow of air from a flame can be used as a physical barrier to prevent any particles from the air entering
the container. It is used to minimize the risk linked to the contamination coming from the air and the
operator (ISO 19458).
During the sampling process, a sampling blank shall be produced under the same operating conditions as for
the samples, to determine potential contamination linked to this stage. To do so, an additional container is
handled similar to a sampling container at the same location. Particle-free water of known quality should be
used as a blank sample and will be subjected to the whole analytical process.
9 Operating protocol
9.1 Volume of test sample
By default, the whole sample volume is tested. In case of the potential presence of a significant number
of particles in the sample, the volume of the sample that is filtered should be adjusted so that the results
obtained are representative of the total sample and the filter remains analysable.
9.2 Sample filtration protocol
The filtration system shall be placed in the laminar flow hood. The filter shall be placed on the filter holder
using metal tweezers.
Measures should be taken to minimize any leakages which can potentially occur between filter and filtration
funnel (e.g. using O-rings made from natural products). The filtration system design should ensure the
particles deposition within the filter surface.
Clean the outer side of the sampling container with particle free water of known quality (6.2), wipes or an air
flow to remove the particles present on the sampling container surface that can contaminate the operator's
hands or the work surface. It is essential to clean the exterior of the sample container outside of the working
area, to protect the working area from all sources of contamination.
Invert the sampling bottle several times to ensure the sample is uniform. Pour the appropriate sample
volume into the filtration funnel and then start vacuum filtration. A clean metal or glass plate can be placed
on the funnel to protect the sample from any outside contamination.
At the end of filtration, the funnel shall be rinsed with particle free water of known quality (6.2), surfactant
solution, or ethanol to collect any particles that have remained stuck to the funnel walls. Special attention
shall be paid by the analyst when demounting the filtration system after filtration in order to avoid
microparticle loss and contamination from the laboratory environment.
Depending on the volume to be filtered or type of water, it can be necessary to perform this step again and
use several filters. The use of sequential filters enabling separation by size is also possible.
The filter should be placed in a dedicated clean glass Petri dish with the help of metal tweezers for drying.
Special attention should be paid to avoid the filter bending and tilting during the transfer.
The funnel used for filtration will go through the cleaning protocol again, using surfactant as specified in 6.2.
Filter storage should be performed in a closed glass or metal Petri dish to avoid atmospheric deposits of
microparticles, preferably shielded from light.
9.3 Analytical control blanks
Since plastic is ubiquitous, the determination of identically treated procedural blank values is of decisive
importance to adjust the analysis results for possible foreign or secondary contamination. Especially in
the case of very low plastic particle contamination, the blank values are decisive to ensure the quality and
significance of the analysis.
To measure the impact of preparing and filtering the sample, an analytical control blank is produced for each
analysis series (repeatability conditions). The whole filtration process as described in 9.2 shall be followed,
replacing the sample with the same volume of particle-free water of known quality (6.2).
9.4 Adjustment and calibration of instruments
9.4.1 Infrared microscope
To check if the IR microscope is functioning correctly, various items that determine performance can be
checked.
The energy value observed by the detector is an indicator of the operation of various system components.
It is used to check the followin
...
Norme
internationale
ISO 16094-2
Première édition
Qualité de l'eau — Analyse des
2025-09
microplastiques dans l'eau —
Partie 2:
Méthodes de spectroscopie
vibrationnelle pour les eaux à faible
teneur en matières en suspension, y
compris l'eau potable
Water quality — Analysis of microplastic in water —
Part 2: Vibrational spectroscopy methods for waters with low
content of suspended solids including drinking water
Numéro de référence
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Web: www.iso.org
Publié en Suisse
ii
Sommaire Page
Avant-propos .v
Introduction .vi
1 Domaine d'application . 1
2 Références normatives . 2
3 Termes, définitions et abréviations . 2
3.1 Termes et définitions .2
3.2 Abréviations.3
4 Principe. 4
5 Interférences . 4
6 Réactifs, consommables et matériaux de référence . 4
6.1 Généralités .4
6.2 Eau exempte de particules et de qualité reconnue .5
6.3 Solution de tensioactif .5
6.4 Éthanol .5
6.5 Matériau de référence de plastique .5
6.6 Récipients pour le stockage des filtres .5
7 Précautions relatives à l'environnement, aux équipements et aux matériaux du
laboratoire . 5
7.1 Précautions opérationnelles liées à l'environnement de laboratoire .5
7.2 Équipements .6
7.2.1 Généralités .6
7.2.2 Appareillage infrarouge (IR) couplé à un microscope .6
7.2.3 Appareillage Raman couplé à un microscope .6
7.2.4 Système de filtration .7
7.2.5 Caractéristiques des filtres: types et tailles .7
7.3 Précautions et protocole de nettoyage des matériels .8
7.4 Flacons ou récipients pour échantillonnage .8
8 Échantillonnage . 8
9 Protocole opératoire . 9
9.1 Volume de la prise d’essai de l'échantillon .9
9.2 Protocole de filtration d'échantillon .9
9.3 Blancs analytiques de contrôle .9
9.4 Réglage et étalonnage des instruments .10
9.4.1 Microscope infrarouge .10
9.4.2 Microscope Raman .10
9.5 Coordonnées cartésiennes des particules analysées .10
9.6 Analyse de la surface du filtre .11
9.6.1 Généralités .11
9.6.2 Choix des objectifs optiques .11
9.6.3 Sélection des particules à analyser ou choix de la surface analysée .11
9.6.4 Modèle TOTAL .11
9.6.5 Modèle ALÉATOIRE . 12
9.6.6 Modèle GÂTEAU . 12
9.6.7 Modèle SPIRALE ou HÉLIX . 13
9.6.8 Dénombrement des particules et description de leur taille . 13
9.6.9 Acquisition des spectres IR et identification des particules . 13
9.6.10 Acquisition spectrale Raman et identification des particules .14
9.7 Analyse des blancs d'échantillonnage et des blancs analytiques de contrôle .14
9.8 Traitement des spectres . 15
9.9 Critères d'identification de la composition chimique . 15
9.10 Interférences spectrales .16
iii
9.10.1 Généralités .16
9.10.2 Pigments ou colorants .16
9.10.3 Polyamide par rapport aux protéines naturelles .16
9.10.4 Polyéthylène par rapport à d'autres molécules à longue chaîne de carbone .16
10 Caractérisation et vérification de la méthode .16
10.1 Généralités .16
10.2 Vérification de l'exactitude de la mesure de la taille des particules .16
10.3 Vérification de l'identification et de la classification des microplastiques à la taille
revendiquée .17
10.4 Détermination du HQI minimal pour l'identification automatique .17
10.5 Détermination de la limite de rapportage de la méthode .17
10.6 Vérification du taux de recouvrement des microplastiques de la méthode .18
11 Contrôle de la qualité des blancs analytiques de contrôle dans les séries d'essais . 19
12 Expression des résultats . 19
13 Rapport d'essai .20
Annexe A (informative) Liste des nombres d'ondes caractéristiques des principaux polymères .21
Annexe B (informative) Création d'une base de données spectrales interne .24
Annexe C (informative) Description des interférences connues lors de l'acquisition de
l'empreinte spectrale — Présence de pigments .27
Annexe D (informative) Description des interférences connues lors de l'acquisition de
l'empreinte spectrale — Interférence entre les polyamides naturels et synthétiques
(protéines et polyamide 6-6) .28
Annexe E (informative) Description des interférences connues lors de l'acquisition d'une
empreinte spectrale — Interférences des molécules à longue chaîne CH .30
Annexe F (informative) Microscopie IR par laser à cascade quantique (QCL) .33
Annexe G (informative) Données de performance .34
Bibliographie .36
iv
Avant-propos
L'ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d'organismes nationaux
de normalisation (comités membres de l'ISO). L'élaboration des Normes internationales est en général
confiée aux comités techniques de l'ISO. Chaque comité membre intéressé par une étude a le droit de faire
partie du comité technique créé à cet effet. Les organisations internationales, gouvernementales et non
gouvernementales, en liaison avec l'ISO participent également aux travaux. L'ISO collabore étroitement avec
la Commission électrotechnique internationale (IEC) en ce qui concerne la normalisation électrotechnique.
Les procédures utilisées pour élaborer le présent document et celles destinées à sa mise à jour sont
décrites dans les Directives ISO/IEC, Partie 1. Il convient, en particulier, de prendre note des différents
critères d'approbation requis pour les différents types de documents ISO. Le présent document
a été rédigé conformément aux règles de rédaction données dans les Directives ISO/IEC, Partie 2
(voir www.iso.org/directives).
L'ISO attire l'attention sur le fait que la mise en application du présent document peut entraîner l'utilisation
d'un ou de plusieurs brevets. L'ISO ne prend pas position quant à la preuve, à la validité et à l'applicabilité
de tout droit de propriété revendiqué à cet égard. À la date de publication du présent document, l'ISO
n'avait pas reçu notification qu'un ou plusieurs brevets pouvaient être nécessaires à sa mise en application.
Toutefois, il y a lieu d'avertir les responsables de la mise en application du présent document que des
informations plus récentes sont susceptibles de figurer dans la base de données de brevets, disponible à
l'adresse www.iso.org/brevets. L'ISO ne saurait être tenue pour responsable de ne pas avoir identifié tout ou
partie de tels droits de brevet.
Les appellations commerciales éventuellement mentionnées dans le présent document sont données pour
information, par souci de commodité, à l'intention des utilisateurs et ne sauraient constituer un engagement.
Pour une explication de la nature volontaire des normes, la signification des termes et expressions
spécifiques de l'ISO liés à l'évaluation de la conformité, ou pour toute information au sujet de l'adhésion de
l'ISO aux principes de l'Organisation mondiale du commerce (OMC) concernant les obstacles techniques au
commerce (OTC), voir www.iso.org/avant-propos.
Le présent document a été élaboré par le comité technique ISO/TC 147, Qualité de l'eau, sous-comité
SC 2, Méthodes physiques, chimiques et biochimiques, en collaboration avec le Comité européen de
normalisation (CEN), comité technique CEN/TC 230, Analyse de l'eau, conformément à l'Accord de coopération
technique entre l'ISO et le CEN (Accord de Vienne).
Une liste de toutes les parties de la série ISO 16094 se trouve sur le site web de l’ISO.
Il convient que l'utilisateur adresse tout retour d'information ou toute question concernant le présent
document à l'organisme national de normalisation de son pays. Une liste exhaustive desdits organismes se
trouve à l'adresse www.iso.org/fr/members.html.
v
Introduction
La pollution liée aux microplastiques est reconnue comme un phénomène mondial. La normalisation des
protocoles d'échantillonnage, de quantification et d'identification est nécessaire pour assurer la fiabilité et
la comparabilité des données produites pour l'évaluation des risques sanitaires et environnementaux.
L'identification et la quantification des microplastiques dans les eaux peuvent être réalisées par différentes
approches méthodologiques. Selon les objectifs de mesure, plusieurs approches complémentaires doivent
être utilisées pour couvrir le spectre total des microplastiques (taille et nature chimique). Le Tableau 1
présente les caractéristiques et les informations obtenues par les techniques spectroscopiques.
Tableau 1 — Caractéristiques des différentes techniques d'analyse et informations obtenues
Caractéristiques et informations obte-
Microspectroscopie Raman Microspectroscopie infrarouge
nues
Type d'échantillon Résidus de filtrat d'eau
Nature chimique du polymère Oui
Informations fournies par la technique
Groupes fonctionnels
d'analyse
Expression des résultats Type de polymère, nombre de particules, taille de particules
Plage de tailles minimales mesurables
1 µm à 5 µm 20 µm
de particules
Masse minimale soumise à mesurage
Non définie
après préparation
Conséquences pour l'échantillon pour
Non destructif
essai après mesurage
Interférences principales Minéraux, particules colorées, Minéraux, protéines, altérations de la
pigments, fluorescence, acides gras, surface par les biofilms ou la dégra-
amides d'acides gras, protéines, dation environnementale, particules
altérations de la surface par les chargées en noir de carbone, présence
biofilms ou la dégradation environ- d'eau, carbohydrates, générés par les
nementale, carbohydrates, générés bactéries
par les bactéries
vi
Norme internationale ISO 16094-2:2025(fr)
Qualité de l'eau — Analyse des microplastiques dans l'eau —
Partie 2:
Méthodes de spectroscopie vibrationnelle pour les eaux à faible
teneur en matières en suspension, y compris l'eau potable
AVERTISSEMENT — Il convient que l'utilisateur du présent document connaisse bien les pratiques
courantes de laboratoire. Le présent document n'a pas pour but de traiter tous les problèmes de
sécurité qui sont, le cas échéant, liés à son utilisation. Il est de la responsabilité de l'utilisateur de
mettre en place des mesures de sécurité et d'hygiène appropriées.
IMPORTANT — Il est absolument essentiel que les essais effectués conformément au présent
document soient réalisés par du personnel ayant reçu une qualification appropriée.
1 Domaine d'application
Le présent document établit les principes clés de l'étude des microplastiques dans l'eau potable et les eaux
à faible teneur en matières en suspension naturelles à l'aide d'une technique de microscopie couplée à une
spectroscopie vibrationnelle.
Cette méthode est applicable pour:
— déterminer la taille des microplastiques [qui va de 1 µm à 5 000 µm], les dénombrer et les classer par
intervalles de tailles;
— identifier la composition chimique des microplastiques, dont les principaux (les plus utilisés dans l'industrie
et les plus présents dans l'environnement) sont les Polyéthylène (PE), Poly propylène (PP), Poly(téréphtalate
d'éthylène) (PET), Polycarbonate (PC), Polystyrène (PS), Polytétrafluoroéthylène (PTFE), Polychlorure
de vinyle (PVC), Polyamide (PA), Polyméthacrylate de méthyle (PMMA) et Polyuréthane (PU);
Cette méthode est applicable aux eaux à faible teneur en matière organique et en autres matières en
suspension comme défini dans l'ISO 6107 (1 mg/l à 100 mg/l ou moins lorsque cela interfère avec la
détermination), notamment:
— les eaux ultra pures;
— les eaux destinées à la consommation humaine;
— les eaux souterraines brutes.
Étant donné les très faibles concentrations de microplastiques habituellement présentes dans ces eaux, une
attention particulière doit être portée aux possibles sources de contamination lors de la préparation de
l'échantillon.
Cette méthode a pour but de déterminer et de caractériser un grand nombre de particules dans l'échantillon
en mode automatique.
Cette méthode peut aussi identifier la nature des autres particules qui n'entrent pas dans le domaine
d'application du présent document, par exemple les minéraux, les protéines, la cellulose et les pigments.
Cette méthode ne s'applique pas à la caractérisation des substances intentionnellement ajoutées ou
adsorbées à la surface des microplastiques. Cette méthode ne s'applique pas à la détermination de la forme
géométrique de microplastiques.
2 Références normatives
Les documents suivants sont cités dans le texte de sorte qu'ils constituent, pour tout ou partie de leur
contenu, des exigences du présent document. Pour les références datées, seule l'édition citée s'applique. Pour
les références non datées, la dernière édition du document de référence s'applique (y compris les éventuels
amendements).
ISO 14644-1:2015, Salles propres et environnements maîtrisés apparentés — Partie 1: Classification de la
propreté particulaire de l'air
Guide ISO/IEC 99:2007, Vocabulaire international de métrologie — Concepts fondamentaux et généraux et
termes associés (VIM)
3 Termes, définitions et abréviations
3.1 Termes et définitions
Pour les besoins du présent document, les termes et définitions suivants s'appliquent.
L'ISO et l'IEC tiennent à jour des bases de données terminologiques destinées à être utilisées en normalisation,
consultables aux adresses suivantes:
— ISO Online browsing platform: disponible à l'adresse https:// www .iso .org/ obp
— IEC Electropedia: disponible à l'adresse https:// www .electropedia .org/
3.1.1
microplastique
particule de polymère solide plastique ou synthétique insoluble dans l'eau dont la dimension la plus large est
comprise entre 1 μm et 5 mm
Note 1 à l'article: Les microplastiques peuvent présenter des formes différentes.
Note 2 à l'article: Cette définition englobe les définitions ISO/TR 21960 des grands microplastiques et des
microplastiques.
Note 3 à l'article: Le terme «microplastiques» couvre la somme de plusieurs particules individuelles de microplastiques.
3.1.2
microparticule
particule solide insoluble dans l'eau, dont la dimension la plus large est comprise entre 1 μm et 5 mm
3.1.3
spectroscopie Raman
spectroscopie dans laquelle l'effet Raman (3.1.4) est utilisé pour étudier les niveaux d'énergie moléculaire
[SOURCE: ISO 18115-2:2021, 5.129]
3.1.4
effet Raman
rayonnement émis, associé à des molécules éclairées par un rayonnement monochromatique, caractérisé
par une perte ou un gain d'énergie résultant d'excitations rotationnelles ou vibratoires
[SOURCE: ISO 18115-2:2021, 5.128]
3.1.5
spectroscopie infrarouge
technique chimique analytique basée sur l'absorption du rayonnement infrarouge par des groupes
caractéristiques chimiques (groupes fonctionnels) dans l'éprouvette, utilisée pour identifier et quantifier les
groupes caractéristiques chimiques qui absorbent
[SOURCE: ISO/TS 14101:2012, 3.3]
3.1.6
eau exempte de particules
eau ne contenant pas de microplastiques (3.1.1) ou dont la concentration en microplastiques (3.1.1) est la plus
faible possible
3.1.7
diamètre de Féret
distance entre deux lignes parallèles tangentes au périmètre d'une particule
[SOURCE: ISO 10788:2014, 2.1.4]
3.1.8
diamètre de Féret maximal
longueur maximale d'un objet quelle que soit la direction
[SOURCE: ISO/TR 945-2:2011, 2.1]
3.1.9
limite de rapportage
plus petit nombre d'objets (microplastiques (3.1.1)) que le laboratoire peut mesurer de manière fiable par
type de polymère et par classe de taille dans les conditions de fonctionnement de routine du laboratoire
Note 1 à l'article: Une limite de rapportage différente peut être associée à chaque modèle de lecture de filtre.
Note 2 à l'article: Pour la détermination de la limite de rapportage, voir 10.5.
3.1.10
indice de corrélation
HQI
indice ou coefficient de corrélation spectrale (habituellement entre 0 et 1) ou pourcentage permettant le
calcul de la similarité entre deux signatures spectrales
3.2 Abréviations
ATR Réflexion totale atténuée [Attenuated total reflection]
Spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier [Fourier-transform infrared spec-
FTIR
troscopy]
Filtre HEPA Filtre particulaire à haut pouvoir d'arrêt [High-efficiency particulate air filter]
HQI Indice de corrélation [Hit Quality Index]
IR Spectroscopie infrarouge [Infrared spectroscopy]
PA Polyamide
PC Polycarbonate
PE Polyéthylène
PET Poly(téréphtalate d'éthylène)
PMMA Poly(méthacrylate de méthyle)
PP Polypropylène
PS Polystyrène
PTFE Polytétrafluoroéthylène
PU Polyuréthane
PVC Poly(chlorure de vinyle)
R Limite de rapportage [Reporting limit]
L
SDS Laurylsulfate de sodium [Sodium Dodecyl Sulfate]
USAF Force aérienne des États-Unis [United States Air Force]
µFTIR Microscopie couplée avec la spectroscopie FTIR
µRaman Microscopie couplée avec la spectroscopie Raman
4 Principe
Le dénombrement et l'identification sont basés sur la filtration d'un volume spécifique d'un échantillon
d'eau ou d'eau préparée à travers une membrane filtrante dont la taille des pores est capable de retenir les
microplastiques d'intérêt (en fonction de la classe de taille des microplastiques revendiquée comme pouvant
être analysée par le laboratoire). Le filtre est ensuite analysé par microscopie couplée à au moins l'une des
deux techniques suivantes:
a) la spectroscopie infrarouge est utilisée pour caractériser la composition moléculaire et la structure
d'un matériau. Elle est basée sur l'absorption d'un rayonnement infrarouge par le matériau analysé.
Des bandes d'absorption sont obtenues, qui résultent de modes vibrationnels intramoléculaires qui
absorbent le rayonnement infrarouge dans des fenêtres de nombre d'onde particulières, ce qui permet
d'identifier des matériaux de nature organique ou minérale;
b) la spectroscopie Raman est utilisée pour caractériser la composition moléculaire et la structure
d'un matériau. Un faisceau de lumière monochromatique est envoyé sur l'échantillon à étudier et le
rayonnement émis est analysé après avoir été recueilli par une lentille envoyée dans un détecteur pour
mesurer l'intensité de la lumière dans la plage de nombres d'onde couverte.
Les deux techniques couplées à la microscopie optique µFTIR et µRaman peuvent être utilisées pour obtenir
le nombre et la distribution en taille des microplastiques et identifier le type de polymère.
5 Interférences
L'une des problématiques principales est de détecter et d'identifier correctement les particules de
microplastiques dans des échantillons réels lorsqu'elles sont mélangées aux autres particules solides
naturellement présentes dans les matrices d'intérêt (c'est-à-dire les minéraux, les matières organiques
naturelles).
Étant donné les très faibles concentrations de microplastiques habituellement présentes dans ces eaux,
il convient d'accorder une attention particulière aux possibles sources de contamination externe lors
[2]
de l'échantillonnage et de la préparation des échantillons. Les recommandations pour éviter toute
contamination externe par des microplastiques sont données en 7.1, 7.37.4, et à l'Article 8.
Il convient de noter que l'interférence d'identification spectrale des microplastiques peut se produire avec
des particules naturelles présentes dans l'eau avec des informations spectrales similaires ou partiellement
similaires et peut conduire à des résultats faux-négatifs ou faux-positifs en termes d'identification des
microplastiques. Certains cas courants, ainsi que des recommandations concernant le contenu de la base de
données spectrale sont données au 9.10 et dans les Annexes B à E.
6 Réactifs, consommables et matériaux de référence
6.1 Généralités
S'assurer au préalable de l'absence de microplastiques dans l'eau et dans tous les produits chimiques et les
éliminer par filtration avant utilisation (par exemple, à travers un filtre de cellulose ou une membrane non
polymérique dont la taille des pores est de < 1 µm).
6.2 Eau exempte de particules et de qualité reconnue
Eau exempte de microplastiques ou dont la concentration en microplastiques est la plus faible possible,
estimée par le calcul de la valeur moyenne et régulièrement vérifiée par l'essai des blancs analytiques de
contrôle.
Cette eau peut être préparée par le laboratoire à partir d'eau ultra pure préalablement filtrée à l'aide d'un
filtre en matériaux inorganiques (par exemple, un filtre < 1 µm). Cette eau peut également être achetée.
6.3 Solution de tensioactif
6.4 Éthanol
6.5 Matériau de référence de plastique
Les matériaux de référence sont utilisés pour vérifier les performances des procédés et des équipements en
ce qui concerne l'identification de la taille et du type de microparticules.
6.6 Récipients pour le stockage des filtres
Il convient d'utiliser des récipients en verre ou en métal.
7 Précautions relatives à l'environnement, aux équipements et aux matériaux du
laboratoire
7.1 Précautions opérationnelles liées à l'environnement de laboratoire
Il convient que l'espace dédié à la préparation et à la filtration des échantillons soit exempt de revêtements
ou de matériaux polymères. Il doit au moins comporter une hotte à flux laminaire telle que décrite dans
l'ISO 14644-1:2015, de type ISO 5, équipée d'un filtre HEPA. Le nettoyage régulier de l'environnement de
laboratoire est obligatoire (par exemple, la hotte et la paillasse). Pour ce faire, de l'éthanol, du tensioactif,
de l'eau exempte de particules et des lingettes adaptées exemptes de polymères synthétiques peuvent être
utilisés.
Les opérateurs doivent notamment:
— ne pas porter de gants. Si le port des gants est nécessaire pour des raisons de sécurité, il faut vérifier au
préalable la contamination potentielle de l'échantillon par des microplastiques et des produits chimiques
susceptibles de provoquer des interférences spectrales avec les microplastiques (9.10 et Annexe E);
— se laver les mains avant de commencer la manipulation des échantillons, en particulier après avoir lavé
l'extérieur des récipients et en entrant dans les salles dédiées à la manipulation des échantillons;
— porter une blouse de laboratoire en coton ou, le cas échéant, une blouse de laboratoire antistatique propre
(par exemple, colorée caractérisée selon les matériaux/polymères afin d'exclure le type de polymère du
rapport sur les résultats de l'échantillon);
— ne pas porter des masques de protection en polymères synthétiques; ne pas porter de vêtements en
fibres synthétiques (vestes polaires par exemple), ne pas utiliser de produits d'hygiène corporelle ou
de cosmétiques susceptibles de générer des microplastiques dans l'environnement de laboratoire (par
exemple vernis à ongles, fonds de teint, produits exfoliants).
Il convient que le laboratoire protège l'échantillon de toute contamination provenant de l'environnement de
travail du laboratoire (par exemple, en recouvrant l'échantillon d'une feuille d'aluminium ou en le plaçant
dans un récipient adapté), en particulier lors du transport de l'échantillon entre le poste de préparation et le
poste d'analyse, ainsi qu'au cours de la dernière étape de l'analyse.
7.2 Équipements
7.2.1 Généralités
Selon les fournisseurs d'instruments, la reconnaissance des particules, leur acquisition et leur identification
peuvent se faire en mode manuel ou en mode automatique.
7.2.2 Appareillage infrarouge (IR) couplé à un microscope
— un microscope optique avec un objectif permettant un grossissement d'au moins × 4 et de travailler en
lumière visible;
— une caméra haute résolution permettant de visualiser les particules sur un écran d'ordinateur;
— un système de positionnement adapté, pour déplacer le filtre sous le faisceau de lumière IR;
— un spectromètre infrarouge étalonné, capable d'enregistrer un spectre en mode transmission, réflexion
1) −1 -12)
ou ATR dans le domaine infrarouge compris entre 4 000 cm et 750 cm , avec une résolution meilleure
−1
que ou égale à 8 cm . Il convient de vérifier régulièrement le fonctionnement correct de l'équipement par
l'analyse d'une référence spectrale;
— un logiciel permettant l'acquisition des spectres et la correction du bruit de fond du filtre et leur
comparaison avec une base de données spectrales;
— une base de données spectrales qui contient au moins plusieurs types de spectres de PE, PET, PP, PS, PC,
PVC, PMMA, PTFE, PA, PU, voir l'Annexe A, des matériaux naturels susceptibles d'être présents dans les
échantillons (par exemple, protéines, cellulose, voir 9.10 et Annexe C à Annexe E). Le laboratoire peut
compléter la base de données avec des spectres enregistrés en interne, y compris ceux obtenus à partir
de polymères dégradés (UV, dégradation thermique).
7.2.3 Appareillage Raman couplé à un microscope
— un microscope optique avec au moins un objectif × 5 pour éclairer l'échantillon et travailler a minima en
lumière «champ clair». L'utilisation du «champ sombre» peut être utile dans certains cas spécifiques en
fonction du filtre choisi. En général, au moins un objectif × 20 est utilisé dans ce cas;
— une caméra haute résolution permettant de visualiser les particules sur un écran d'ordinateur;
— une platine motorisée adaptée, pour déplacer le filtre sous le faisceau laser;
— un laser dans la gamme de longueurs d'onde de 532 nm (vert) ou 785 nm (rouge) de puissance réglable
(pour lequel la puissance et la durée d'excitation peuvent être modifiées). L'utilisation d'un laser de
785 nm permet d'améliorer l'identification de certaines particules colorées ou fluorescentes;
— un spectromètre Raman étalonné, capable d'enregistrer un spectre dans le domaine compris entre
−1 −1 −1
4 000 cm et 200 cm , avec une résolution inférieure ou égale à 6 cm . Il convient de vérifier
régulièrement le fonctionnement correct de l'équipement par le mesurage d'un matériau de référence
(par exemple Si). Il convient de vérifier le positionnement spectral correct du signal Raman et l'ordre
d'intensité;
— un logiciel pour l'acquisition des spectres, la correction de fluorescence et la comparaison de spectres
avec une base de données spectrales qui contient au moins des spectres de PE, PET, PP, PS, PC, PVC, PMMA,
PTFE, PA, PU, voir Annexe A, des matériaux naturels susceptibles d'être présents dans les échantillons
(par exemple, protéines, cellulose) et des pigments (voir 9.10, Annexe C - Annexe E). Le laboratoire peut
compléter la base de données avec des spectres enregistrés en interne, y compris ceux obtenus à partir
de polymères dégradés (UV, dégradation thermique).
1) Le mode ATR est principalement utilisé pour l'identification de particules individuelles (par exemple pour
confirmation).
2) Certaines technologies alternatives utilisent une gamme spectrale différente (Annexe F).
7.2.4 Système de filtration
Il convient d'éviter complètement que les éléments en plastique soient en contact avec l'échantillon; utiliser
exclusivement des éléments en verre et en métal.
Le système de filtration peut comprendre:
— une pompe à vide ou un système équivalent;
— un support de filtration pour l'évacuation de l'eau filtrée (rampe de filtration, fiole conique, fiole à col,
etc.), en prenant soin de vérifier et de contrôler la composition chimique des éventuels tuyaux et joints;
— un support de filtre qui est adapté au diamètre ou à la surface du filtre;
— un entonnoir, par exemple en verre, adapté au volume à filtrer;
— une protection en verre ou en métal recouvrant l'entonnoir afin de protéger l'échantillon des
contaminations atmosphériques;
et, si nécessaire:
— un filtre en verre fritté;
— un système de maintien de l'ensemble (clip de maintien métallique).
L'opération de filtration est au moins effectuée sous une hotte à flux laminaire. Le matériel de filtration doit
être nettoyé au préalable (voir 7.3).
7.2.5 Caractéristiques des filtres: types et tailles
Les types de filtres utilisés doivent répondre aux caractéristiques suivantes:
— compatibilité avec les mesures IR et/ou Raman: c'est-à-dire des filtres qui ne présentent pas de
bandes spectrales susceptibles d'interférer avec les microplastiques cibles et qui conviennent au mode
d'acquisition choisi: filtres réfléchissants pour Raman et FTIR en réflectance ou filtres transparents
3)
pour IR pour FTIR en transmission;
— planéité: utiliser des filtres avec la meilleure planéité possible tels que des filtres en silicium, en alumine
4)
ou en polycarbonate recouvert de métal (couramment or) . La planéité des filtres peut être améliorée à
l'aide de supports de filtres spéciaux;
— sans émission de microplastiques ou avec une émission minimale inévitable garantissant un bruit de
(3)
fond minimal ;
— résistance thermique et mécanique (résistance au laser en cas d'utilisation du Raman);
— résistance à l'oxydation;
— porosité appropriée (diamètre des pores et écart entre eux).
La taille des filtres et des pores doit être adaptée à la quantité de microparticules et à leur taille dans
l'échantillon. Les filtres carrés de 10 mm x 10 mm ou les filtres ronds de 13 mm ou de 25 mm de diamètre
sont communément utilisés dans les laboratoires. Le seuil minimal de coupure (taille des pores du filtre) doit
être inférieur à la limite minimale de la classe de taille des microplastiques revendiquée par le laboratoire.
Lors du choix du type de filtre, le laboratoire vérifie que les distances entre les pores sont suffisamment
importantes pour effectuer une mesure correcte du spectre de bruit de fond.
3) Les filtres en polycarbonate sans revêtement métallique, en polyamide 6-6 (par exemple, nylon), en PTFE, etc. ne sont
pas compatibles. Certains types spécifiques en PTFE coloré avec une empreinte spectrale reconnaissable peuvent être
utilisés avec les instruments Raman.
4) Selon le type d'équipement (mode mise au point automatique), des filtres en nitrocellulose peuvent être utilisés avec
les instruments IR et des filtres en fibre de verre peuvent être utilisés avec les instruments Raman.
7.3 Précautions et protocole de nettoyage des matériels
Il convient de ne pas utiliser de petits équipements susceptibles de libérer des microplastiques tels que ceux
analysés (par exemple, PP, PC, PA, PTFE).
Tous les éléments (verrerie, métal, etc.) qui sont en contact avec les échantillons, y compris les récipients
pour échantillonnage, doivent faire l'objet d'une attention particulière et être nettoyés soigneusement, en
appliquant le protocole suivant ou d'autres procédures de nettoyage appropriées:
— immerger les éléments en verre dans une solution de tensioactif appropriée, avec un temps de contact
suffisant;
— rincer ensuite les éléments avec un produit approprié (par exemple de l'éthanol à 50 % ou un agent de
nettoyage) et terminer le rinçage avec de l'eau exempte de particules et de qualité reconnue (6.2). Laisser
l'équipement sécher à l'air dans le banc à flux laminaire. Ne pas l'essuyer;
— comme alternative, les éléments en verre peuvent être remplis d'eau exempte de particules et de qualité
reconnue et d'un tensioactif et placés dans un bain à ultrasons pendant 5 min. L'eau est retirée et la
procédure complète est répétée deux fois supplémentaires;
— les récipients, la verrerie et les ustensiles peuvent être calcinés à 480 °C pendant 2 h ou à 450 °C
pendant 6 h.
7.4 Flacons ou récipients pour échantillonnage
Les récipients utilisés pour l'échantillonnage de l'eau doivent suivre le même protocole de nettoyage (voir
7.3) que les petits équipements et être validés par l'analyse d'un blanc d'échantillonnage (voir 8) (les
récipients ne sont pas nécessaires pour l'eau en flacon).
Le nettoyage des récipients d'échantillonnage peut également être effectué en rinçant trois fois l'intérieur
du récipient avec l'eau à échantillonner.
Des couches supplémentaires de papier aluminium peuvent être utilisées entre le récipient et le bouchon
pour protéger l'échantillon du contact direct avec le plastique.
Il convient de ne pas utiliser de flacons ou récipients en plastique ou contenant des matériaux plastiques en
surface pour l'échantillonnage de l'eau.
Conserver la verrerie et les éléments métalliques dans des récipients en verre ou en métal ou sous une
hotte à flux laminaire suivant un nettoyage approprié. Il est également possible de protéger le matériel
d'échantillonnage et les récipients à l'aide de papier aluminium.
8 Échantillonnage
Une procédure d'échantillonnage appropriée est essentielle pour limiter le risque de contamination de l'eau
échantillonnée (par l'air, l'opérateur ou les flacons/récipients). Les opérateurs doivent se laver correctement
les mains, attacher leurs cheveux si nécessaire et porter une tenue adaptée (exempte de polymères
synthétiques) tout au long du processus d'échantillonnage.
Les échantillons doivent être collectés dans des récipients appropriés ou en flux à travers les filtres des
systèmes et doivent ensuite être transférés dans des récipients qui ont été préalablement nettoyés.
Le volume et le nombre d'échantillons peuvent être choisis en fonction du type d'eau à analyser et de la
représentativité de l'échantillon.
Le flux d'air émis par une flamme peut être utilisé en tant que barrière physique pour empêcher toute
particule de l'air de pénétrer dans le récipient. Il est utilisé pour réduire au minimum le risque lié à la
contamination provenant de l'air et de l'opérateur (ISO 19458).
Au cours du
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