ISO 14851:2019

NORME ISO
INTERNATIONALE 14851
Deuxième édition
2019-03
Évaluation de la biodégradabilité
aérobie ultime des matériaux
plastiques en milieu aqueux —
Méthode par détermination de
la demande en oxygène dans un
respiromètre fermé
Determination of the ultimate aerobic biodegradability of plastic
materials in an aqueous medium — Method by measuring the oxygen
demand in a closed respirometer
Numéro de référence
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ISO 2019
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Sommaire Page
Avant-propos .iv
Introduction .v
1 Domaine d'application . 1
2 Références normatives . 1
3 Termes et définitions . 2
4 Principe . 3
5 Environnement d'essai. 4
6 Réactifs . 4
6.1 Eau distillée ou déminéralisée . 4
6.2 Milieu d'essai . 4
6.2.1 Milieu d'essai normal . 4
6.2.2 Milieu d'essai optimisé . 5
6.3 Solution de pyrophosphate . 6
6.4 Absorbant du dioxyde de carbone . 6
7 Appareillage . 6
8 Mode opératoire. 7
8.1 Matériau d'essai . 7
8.2 Matériau de référence . 7
8.3 Préparation de l'inoculum . 7
8.4 Essai . 8
9 Calcul et expression des résultats .10
9.1 Calcul .10
9.2 Expression et interprétation des résultats .10
10 Validité des résultats .11
11 Rapport d'essai .11
Annexe A (informative) Demande théorique en oxygène (DThO) .13
Annexe B (informative) Correction des valeurs de DBO pour éliminer l'interférence avec la
nitrification .14
Annexe C (informative) Principe de fonctionnement d'un respiromètre manométrique fermé .16
Annexe D (informative) Version de l'essai respirométrique au moyen d'un flacon fermé .18
Annexe E (informative) Exemple de détermination d'un bilan de carbone .21
Annexe F (informative) Exemple de dosage des polymères restant insolubles dans l'eau et
de détermination de leur masse moléculaire à la fin de l'essai de biodégradation .23
Annexe G (informative) Exemple de détermination du CO absorbé par l'absorbeur .24
Bibliographie .26
Avant-propos
L'ISO (Organisation internationale de normalisation) est une fédération mondiale d'organismes
nationaux de normalisation (comités membres de l'ISO). L'élaboration des Normes internationales est
en général confiée aux comités techniques de l'ISO. Chaque comité membre intéressé par une étude
a le droit de faire partie du comité technique créé à cet effet. Les organisations internationales,
gouvernementales et non gouvernementales, en liaison avec l'ISO participent également aux travaux.
L'ISO collabore étroitement avec la Commission électrotechnique internationale (IEC) en ce qui
concerne la normalisation électrotechnique.
Les procédures utilisées pour élaborer le présent document et celles destinées à sa mise à jour sont
décrites dans les Directives ISO/IEC, Partie 1. Il convient, en particulier de prendre note des différents
critères d'approbation requis pour les différents types de documents ISO. Le présent document a été
rédigé conformément aux règles de rédaction données dans les Directives ISO/IEC, Partie 2 (voir www
.iso .org/directives).
L'attention est attirée sur le fait que certains des éléments du présent document peuvent faire l'objet de
droits de propriété intellectuelle ou de droits analogues. L'ISO ne saurait être tenue pour responsable
de ne pas avoir identifié de tels droits de propriété et averti de leur existence. Les détails concernant
les références aux droits de propriété intellectuelle ou autres droits analogues identifiés lors de
l'élaboration du document sont indiqués dans l'Introduction et/ou dans la liste des déclarations de
brevets reçues par l'ISO (voir www .iso .org/brevets).
Les appellations commerciales éventuellement mentionnées dans le présent document sont données
pour information, par souci de commodité, à l’intention des utilisateurs et ne sauraient constituer un
engagement.
Pour une explication de la nature volontaire des normes, la signification des termes et expressions
spécifiques de l'ISO liés à l'évaluation de la conformité, ou pour toute information au sujet de l'adhésion
de l'ISO aux principes de l’Organisation mondiale du commerce (OMC) concernant les obstacles
techniques au commerce (OTC), voir le lien suivant: www .iso .org/iso/fr/avant -propos.
Le comité chargé de l'élaboration du présent document est l'ISO/TC 61, Plastiques, sous-comité SC 5,
Propriétés physicochimiques.
Cette deuxième édition annule et remplace la première édition (ISO 14851:1999), qui a fait l'objet d'une
révision technique. Elle incorpore également le Corrigendum technique ISO 14851:1999/Cor.1:2005.
Les principales modifications par rapport à l’édition précédente sont les suivantes:
— les notes de bas de page restantes ont été renumérotées;
— dans l'Annexe C, des erreurs dans la légende de la Figure C.1 ont été corrigées et des améliorations
mineures ont été faites dans la figure elle-même;
— dans le domaine d’application et à l’Article 8, le sol et le compost ont été exclus pour les inoculums
utilisés dans ce document;
— en 8.4, le nombre de fioles d’essai pour le matériau d’essai et le blanc de contrôle est passé de deux
à trois;
— dans ce document, les références ont été mises à jour avec leur dernière version en vigueur;
— la Bibliographie été mise à jour.
Il convient que l’utilisateur adresse tout retour d’information ou toute question concernant le présent
document à l’organisme national de normalisation de son pays. Une liste exhaustive desdits organismes
se trouve à l’adresse www .iso .org/fr/members .html.
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Introduction
Les plastiques étant de plus en plus utilisés, leur recyclage et leur mise au rebut sont devenus un problème
majeur. Il faut favoriser en priorité le recyclage. Cependant, le recyclage complet des plastiques est
difficile. Par exemple, les déchets en matériau plastique rejetés principalement par les consommateurs,
sont difficiles à recycler complètement. Autres exemples de produits difficiles à recycler: le matériel de
pêche, les films pour paillis en agriculture et les polymères hydrosolubles. Ces matériaux plastiques
tendent à migrer des infrastructures fermées de management des déchets vers le milieu naturel.
Désormais, les plastiques biodégradables apparaissent comme l'une des possibilités qui permettent de
résoudre ce genre de problème environnemental. Il convient que les matériaux plastiques sous forme de
produits ou d'emballages, qui sont envoyés dans les installations de compostage, soient potentiellement
biodégradables. Il est donc très important de déterminer leur biodégradabilité potentielle et d'obtenir
des indications sur la biodégradabilité de ce type de matériaux plastiques dans le milieu naturel.
NORME INTERNATIONALE ISO 14851:2019(F)
Évaluation de la biodégradabilité aérobie ultime des
matériaux plastiques en milieu aqueux — Méthode
par détermination de la demande en oxygène dans un
respiromètre fermé
AVERTISSEMENT — Les eaux usées, les boues activées et les matières en suspension dans le sol
et le compost peuvent contenir des organismes potentiellement pathogènes. Il convient donc de
les manipuler avec les précautions appropriées, de même que les composés à analyser toxiques
ou dont les propriétés ne sont pas connues.
1 Domaine d'application
Le présent document spécifié une méthode d'évaluation du taux de biodégradation aérobie des
matériaux plastiques, y compris ceux contenant des additifs, par la détermination de la demande
d'oxygène dans un respiromètre fermé. Le matériau d'essai en milieu aqueux est exposé dans des
conditions de laboratoire à un inoculum provenant de boues activées.
La méthode simule les processus de biodégradation d'un environnement aquatique naturel si l'on
utilise, par exemple, des boues activées non adaptées; si on utilise un inoculum mélangé ou pré-exposé,
la méthode permet d'étudier la biodégradabilité potentielle du matériau d'essai.
Les conditions utilisées dans le présent document ne correspondent pas nécessairement aux conditions
optimales permettant d'obtenir le taux maximal de biodégradation; cependant, le présent document
est conçu pour déterminer la biodégradabilité potentielle ou pour donner une indication de la
biodégradabilité des matériaux plastiques dans le milieu naturel.
La méthode permet d'affiner l'évaluation de la biodégradabilité par le calcul d'un bilan de carbone
(facultatif, voir l’Annexe E).
La présente méthode s'applique aux matériaux suivants:
— polymères naturels et/ou synthétiques, copolymères ou mélanges de ceux-ci;
— matériaux plastiques contenant des additifs tels que plastifiants, colorants ou tout autre composé;
— polymères hydrosolubles;
— matériaux n'ayant pas d'effet inhibiteur dans les conditions d'essai sur les micro-organismes
présents dans l'inoculum. Les effets inhibiteurs peuvent être déterminés en utilisant un dispositif
[2]
de contrôle de l'inhibition ou par toute autre méthode appropriée (voir, par exemple, l'ISO 8192 ).
Si le matériau d'essai a un effet inhibiteur vis-à-vis de l'inoculum, il est possible d'utiliser une plus
faible concentration, un autre inoculum ou un inoculum pré-exposé.
2 Références normatives
Les documents suivants cités dans le texte constituent, pour tout ou partie de leur contenu, des
exigences du présent document. Pour les références datées, seule l’édition citée s’applique. Pour les
références non datées, la dernière édition du document de référence s’applique (y compris les éventuels
amendements).
ISO 8245, Qualité de l'eau — Lignes directrices pour le dosage du carbone organique total (COT) et du
carbone organique dissous (COD)
3 Termes et définitions
Pour les besoins du présent document, les termes et définitions suivants s'appliquent.
L’ISO et l’IEC tiennent à jour des bases de données terminologiques destinées à être utilisées en
normalisation, consultables aux adresses suivantes:
— ISO Online browsing platform: disponible à l’adresse https: //www .iso .org/obp
— IEC Electropedia: disponible à l’adresse http: //www .electropedia .org/
3.1
biodégradation aérobie ultime
décomposition d'un composé chimique organique par des micro-organismes en présence d'oxygène, en
dioxyde de carbone, eau et sels minéraux de tous les autres éléments présents (minéralisation) et en
une nouvelle biomasse
3.2
boue activée
biomasse formée lors du traitement aérobie de l'eau résiduaire par croissance de bactéries et d'autres
microorganismes en présence d'oxygène dissous
3.3
concentration de la boue activée en matières solides en suspension
quantité de matières solides obtenue par filtration ou centrifugation d'un volume connu de boue activée
(3.2) et séchage à environ 105 °C jusqu'à l'obtention d'une masse constante
3.4
demande biochimique en oxygène
DBO
concentration en masse de l'oxygène dissous consommé, dans des conditions définies, lors de l'oxydation
biologique aérobie d'un composé chimique ou de matières organiques contenues dans l'eau
Note 1 à l'article: Elle est exprimée en milligrammes d'oxygène absorbé par milligramme ou gramme de composé
à analyser.
3.5
demande théorique en oxygène
DThO
quantité théorique maximale d'oxygène nécessaire pour oxyder complètement un composé chimique,
calculée d'après la formule moléculaire
Note 1 à l'article: Elle est exprimée en milligrammes d'oxygène nécessaire par milligramme ou gramme de
composé à analyser
3.6
carbone organique total
COT
quantité de carbone incluse dans un composé organique
3.7
carbone organique dissous
COD
proportion du carbone organique contenu dans l'eau qui ne peut pas être éliminée par une séparation
−2
de phase spécifique, telle qu'une centrifugation à 40 000 m·s pendant 15 min, ou par une filtration sur
membrane au moyen de membranes ayant des pores de 0,2 µm à 0,45 µm de diamètre
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3.8
phase de latence
durée, mesurée en jours, écoulée à partir du début de l'essai jusqu'à l'obtention de l'adaptation et/
ou de la sélection des micro-organismes qui provoquent la dégradation, et jusqu'à ce que le taux de
biodégradation du composé chimique ou de la matière organique ait atteint environ 10 % du niveau
maximal de biodégradation (3.9)
3.9
niveau maximal de biodégradation
degré de biodégradation, mesurée en pourcentage, d'un composé chimique ou d'un matériau organique
lors d'un essai, au-dessus duquel la biodégradation ne se poursuit pas
3.10
phase de biodégradation
durée, mesurée en jours, depuis la fin de la phase de latence (3.8) de l'essai jusqu'à ce que l'on ait obtenu
environ 90 % du niveau maximal de biodégradation (3.9)
3.11
phase stationnaire
durée, mesurée en jours, écoulée entre la fin de la phase de biodégradation (3.10) et la fin de l'essai
3.12
pré-exposition
pré-incubation d'un inoculum en présence de la matière organique ou du composé chimique à analyser,
dans le but de renforcer la capacité de l'inoculum à biodégrader le matériau d'essai par adaptation et/ou
sélection des microorganismes
3.13
préconditionnement
pré-incubation d'un inoculum dans les conditions de l'essai effectué ultérieurement, en l'absence de la
matière organique ou du composé chimique à analyser, dans le but d'améliorer l'essai par acclimatation
des microorganismes aux conditions d'essai
4 Principe
La biodégradabilité d'un matériau plastique est déterminée en utilisant des micro-organismes aérobies
en système aqueux. Le mélange d'essai contient un milieu inorganique, le matériau d'essai organique
(comme seule source de carbone et d'énergie) à une concentration comprise entre 100 mg/l et
2 000 mg/l de carbone organique, et un inoculum, sous forme de boue activée. Ce mélange est agité
dans les fioles fermées d'un respiromètre pendant une durée ne dépassant pas 2 mois. Le dioxyde de
carbone dégagé est absorbé dans un absorbant approprié placé dans l'espace de tête des fioles d'essai.
La consommation d'oxygène (DBO) est déterminée, par exemple, en mesurant la quantité d'oxygène
nécessaire pour maintenir un volume de gaz constant dans les stocks du respiromètre, ou en mesurant
la variation de volume ou pression (ou une combinaison des deux), automatiquement ou manuellement.
Un exemple de respiromètre est donné dans l'Annexe C. Une autre solution consiste à utiliser la version
[3]
du flacon fermé à deux phases, conforme à l'ISO 10708 (voir l’Annexe D).
Le niveau de biodégradation est déterminé en comparant la DBO avec la quantité théorique (DThO)
et en l'exprimant en pourcentage. L'influence des processus de nitrification éventuelle sur la DBO doit
être prise en compte. Le résultat d'essai est le niveau maximal de biodégradation déterminé à partir
du plateau de la courbe de biodégradation. Il est également possible de calculer le bilan de carbone
pour obtenir des informations supplémentaires sur la biodégradation (voir l’Annexe E). De plus, le
dioxyde de carbone absorbé par l'absorbeur à la fin de l'essai peut être aussi déterminé pour donner
une information complémentaire sur la biodégradation (voir l'Annexe G).
[6]
En comparaison avec l'ISO 9408 qui est utilisée pour un large éventail de composés organiques, le
présent document est spécifiquement consacré à la détermination de la biodégradabilité des matériaux
plastiques. Les exigences particulières concernent le choix de l'inoculum et du milieu d'essai, il est
possible d'affiner l'évaluation de la biodégradabilité par le calcul du bilan de carbone.
5 Environnement d'essai
L'incubation doit avoir lieu dans l'obscurité ou sous une lumière diffuse dans une enceinte exempte de
vapeurs inhibitives pour les micro-organismes, qui doit être maintenue à une température constante,
de préférence entre 20 °C et 25 °C avec une précision de ±1 °C, ou à toute autre température appropriée
en fonction de l'inoculum utilisé et de l'environnement d'essai retenu.
6 Réactifs
Utiliser exclusivement des réactifs de qualité analytique reconnue.
6.1 Eau distillée ou déminéralisée
Eau distillée ou déminéralisée, exempte de matières toxiques (en particulier, le cuivre) et contenant
moins de 2 m g/l de COD.
6.2 Milieu d'essai
Il est possible d'utiliser différents milieux d'essai selon le but de l'essai. Par exemple, si l'on simule un
environnement naturel, utiliser le milieu d'essai normal (6.2.1). Si le matériau d'essai est utilisé à des
concentrations plus élevées, utiliser le milieu d'essai optimisé (6.2.2) avec de plus fortes concentrations
en nutriments et un pouvoir tampon plus élevé.
6.2.1 Milieu d'essai normal
6.2.1.1 Solution A
Dissoudre dans de l’eau (6.1), et compléter à 1 000 ml:
dihydrogénophosphate de potassium anhydre (KH PO ) 8,5 g
2 4
hydrogénophosphate dipotassique anhydre (K HPO ) 21,75 g
2 4
hydrogénophosphate disodique dihydraté (Na HPO ·2H O) 33,4 g
2 4 2
chlorure d'ammonium (NH Cl) 0,5 g
La composition adéquate de la solution peut être vérifiée par un mesurage du pH qui devrait être de 7,4.
6.2.1.2 Solution B
Dissoudre 22,5 g de sulfate de magnésium heptahydraté (MgSO ·7H O) dans de l'eau (6.1), et compléter
4 2
à 1 000 ml.
6.2.1.3 Solution C
Dissoudre 36,4 g de chlorure de calcium dihydraté (CaCl ·2H O) dans de l'eau (6.1), et compléter à
2 2
1 000 ml.
6.2.1.4 Solution D
Dissoudre 0,25 g de chlorure de fer (III) hexahydraté (FeCl ·6H O) dans de l'eau (6.1), et compléter à
3 2
1 000 ml.
Préparer cette solution juste avant utilisation pour éviter qu'il n'y ait précipitation, ou ajouter une
goutte d'acide chlorhydrique concentré (HCl) ou d'une solution aqueuse d'acide éthylène diamine
tétraacétique (EDTA) à 0,4 g/l.
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6.2.1.5 Préparation
Pour 1 l de milieu d'essai, ajouter à environ 500 ml d'eau (6.1),
— 10 ml de solution A;
— 1 ml de chacune des solutions B à D.
Compléter à 1 000 ml avec de l'eau (6.1). Préparer le milieu d'essai pour chaque usage. Les solutions A à
C peuvent être stockés jusqu'à 6 mois dans l'obscurité à la température ambiante.
6.2.2 Milieu d'essai optimisé
Le présent milieu optimisé est fortement tamponné et contient davantage de nutriments inorganiques.
Cela est nécessaire pour maintenir le pH constant dans le système pendant l'essai même lorsque le
matériau d'essai est présent à des concentrations élevées. Ce milieu contient environ 2 400 mg/l de
phosphore et 50 mg/l d'azote et convient pour des concentrations de matériaux d'essai allant jusqu'à
2 000 mg/l de carbone organique. Si l'on doit utiliser des concentrations de matériaux d'essai plus
élevées, augmenter la teneur en azote pour maintenir un rapport C:N d'environ 40:1.
6.2.2.1 Solution A
Dissoudre dans de l’eau (6.1), et compléter à 1 000 ml:
dihydrogénophosphate de potassium anhydre (KH PO ) 37,5 g
2 4
hydrogénophosphate disodique dihydraté (Na HPO ·2H O) 87,3 g
2 4 2
chlorure d'ammonium (NH Cl) 2,0 g
6.2.2.2 Solution B
Dissoudre 22,5 g de sulfate de magnésium heptahydraté (MgSO ·7H O) dans de l'eau (6.1), et compléter
4 2
à 1 000 ml.
6.2.2.3 Solution C
Dissoudre 36,4 g de chlorure de calcium dihydraté (CaCl ·2H O) dans de l'eau (6.1), et compléter à
2 2
1 000 ml.
6.2.2.4 Solution D
Dissoudre 0,25 g de chlorure de fer (III) hexahydraté (FeCl ·6H O) dans de l'eau (6.1), et compléter à
3 2
1 000 ml (voir 6.2.1.4, deuxième alinéa).
6.2.2.5 Solution E (solution d'oligo-éléments, facultative)
Dissoudre dans 10 ml de solution aqueuse de HCl (25 %, 7,7 mol/l), dans l'ordre suivant:
70 mg de ZnCl , 100 mg de MnCl ·4H O, 6 mg de H BO 190 mg de CoCl ·6H O, 3 mg de CuCl ·2H O,
2 2 2 3 3, 2 2 2 2
240 mg de NiCl ·6H O, 36 mg de Na MoO ·2H O, 33 mg de Na WO ,2H O, 26 mg de Na SeO ·5H O.
2 2 2 4 2 2 4 2 2 3 2
Compléter à 1 000 ml avec de l'eau (6.1).
6.2.2.6 Solution F (solution de vitamines, facultative)
Dissoudre dans 100 ml d'eau (6.1) 0,6 mg de biotine, 2,0 mg de niacinamide, 2,0 mg de p- aminobenzoate,
1,0 mg d'acide panthoténique, 10,0 mg de chlorhydrate de pyridoxal, 5,0 mg de cyanocobalamine, 2,0 mg
d'acide folique, 5,0 mg de riboflavine, 5,0 mg de DL- acide thioctique et 1,0 mg de dichlorure de thiamine
ou utiliser une solution de 15 mg d'extrait de levure dans 100 ml d'eau (6.1). Filtrer la solution en vue de
la stérilisation en utilisant les filtres à membranes (voir 7.4).
Les solutions E et F sont facultatives et non requises si l'on utilise un inoculum en concentration
suffisante, comme par exemple des boues activées. Il est recommandé de préparer et de réfrigérer des
prises de 1 ml jusqu'à utilisation.
6.2.2.7 Préparation
Pour 1 l de milieu d'essai, ajouter à environ 800 ml d'eau (6.1)
— 100 ml de solution A;
— 1 ml de chacune des solutions B à D et facultativement E et F.
Compléter à 1 000 ml avec de l'eau (6.1) et mesurer le pH.
La composition adéquate du milieu peut être vérifiée par un mesurage du pH qui devrait être de
7,0 ± 0,2.
6.3 Solution de pyrophosphate
Dissoudre 2,66 g de pyrophosphate de sodium anhydre (Na P O ) dans de l'eau (6.1), et compléter à
4 2 7
1 000 ml.
6.4 Absorbant du dioxyde de carbone
De préférence, des pastilles de chaux sodée ou tout autre absorbant approprié.
7 Appareillage
S'assurer que la verrerie de laboratoire a été soigneusement nettoyée et, en particulier, qu'elle est
exempte de toute trace de substances organiques ou toxiques.
Matériel courant de laboratoire, et
7.1 Respiromètre fermé, comprenant tous les récipients d'essai (fioles en verre) avec agitateurs
incorporés et tout autre équipement nécessaire, placé dans une salle à température constante ou dans un
appareil thermostaté (par exemple, bain-marie). Voir l'exemple donné dans l'Annexe C.
NOTE Tout respiromètre permettant de déterminer avec une précision suffisante la demande biochimique
en oxygène est approprié: utiliser, de préférence, un appareil qui mesure et remplace automatiquement et en
continu l'oxygène consommé de sorte qu'il ne manque pas d'oxygène et qu'il ne se produise pas d'inhibition de
l'activité microbienne pendant les processus de dégradation. Au lieu d'un respiromètre ordinaire, il est possible
d'utiliser un flacon fermé à deux phases (voir l’Annexe D).
7.2 Appareillage analytique pour le mesurage du carbone organique total (COT) et du carbone
organique dissous (COD) conformément à l’ISO 8245.
7.3 Appareillage analytique pour le mesurage des concentrations en nitrate et nitrite.
Il est tout d'abord recommandé d'effectuer un essai qualitatif pour décider s'il s'est produit une
nitrification. Si l'on a la preuve qu'il existe du nitrate/nitrite dans le milieu, il est nécessaire de
procéder à une détermination quantitative à l'aide d'une méthode d'essai appropriée (par exemple, par
chromatographie par échange d'ions).
7.4 Centrifugeuse, ou dispositif de filtration équipé de filtres à membranes (grosseur de pore
0,45 µm) n'absorbant, ni ne relargant le carbone organique de manière significative.
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7.5 Balance analytique (matériel courant de laboratoire).
7.6 pH-mètre (matériel courant de laboratoire).
8 Mode opératoire
8.1 Matériau d'essai
Le matériau d'essai doit avoir une masse connue et contenir suffisamment de carbone pour donner
une DBO susceptible d'être adéquatement mesurée par le respiromètre utilisé. Calculer d'après la
formule chimique ou déterminer par des analyses élémentaires la DThO (voir l’Annexe A) et le COT (en
utilisant, par exemple, l'ISO 8245). Utiliser une concentration de matériau d'essai d'au moins 100 mg/l
correspondant à une DThO d'environ 170 mg/l ou à environ 60 mg/l de COT. Il n'est possible d'utiliser
de plus faibles concentrations que si la sensibilité du respiromètre est appropriée. La quantité maximale
de matériau d'essai est limitée par l'apport en oxygène du respiromètre et par le milieu d'essai utilisé.
Dans le cas du milieu d'essai optimisé (6.2.2), la concentration du matériau d'essai ne doit pas dépasser
environ 2 000 mg/l de COT de façon à avoir un rapport C:N d'environ 40:1. Si l'on doit soumettre à essai
des concentrations plus élevées, augmenter la quantité d'azote dans le milieu d'essai.
Si l'on doit simuler les processus de biodégradation dans le milieu naturel, il est recommandé d'utiliser
le milieu d'essai normal et une concentration de matériau d'essai de 100 mg/l.
Il convient d'utiliser, de préférence, un matériau d'essai sous forme de poudre; toutefois, ce dernier
peut également être employé sous forme de films, de morceaux, de fragments ou d'articles façonnés.
La forme du matériau d'essai peut influer sur sa biodégradabilité. Il convient d'utiliser, de préférence,
des formes semblables si l'on doit comparer différents types de matériaux plastiques. Si le matériau
d'essai est sous forme de poudre, il est recommandé d'utiliser des particules étroites et définies ayant
une répartition granulométrique connue (diamètre maximal recommandé 250 µm). D'autre part, la
forme du matériau d'essai peut également avoir une influence sur la taille du dispositif d'essai utilisé.
En outre, il convient de s'assurer qu'aucune aberration mécanique importante ne peut être causée par
les conditions d'essai, par exemple, causée par le mécanisme d'agitation utilisé. Il convient que la mise
en œuvre du matériau d'essai (par exemple, emploi de poudres pour les composites) n'influe pas de
manière significative sur le comportement de dégradation du matériau. À titre facultatif, il est possible
[1]
d'enregistrer par chromatographie liquide par exclusion (voir, par exemple, l'ASTM D 3536-91 ou
toute autre méthode normalisée applicable) la teneur en hydrogène, oxygène, azote, phosphore et
soufre ainsi que la masse moléculaire de tout matériau d'essai polymère. Il convient, de préférence,
de soumettre à essai des matériaux plastiques exempts d'additifs comme les plastifiants. Lorsque le
matériau contient de tels additifs, des informations relatives à leur biodégradabilité seront nécessaires
pour évaluer la biodégradabilité du matériau polymère lui-même.
Pour obtenir de plus amples détails sur le mode de manipulation des composés faiblement hydrosolubles,
[7]
voir l'ISO 10634 .
8.2 Matériau de référence
Utiliser de l'aniline et/ou un polymère biodégradable bien défini (tel que de la poudre de cellulose
microcristalline, des filtres de cellulose exempts de cendres ou du poly-β-hydroxybutyrate) comme
matériau de référence. Il convient, si possible, que le COT, la forme et la taille du matériau de référence
soient comparables à ceux du matériau d'essai soumis à l'évaluation.
Comme substance témoin négative, il est possible d'utiliser un polymère non biodégradable (par
exemple du polyéthylène) sous la même forme que le matériau d'essai.
8.3 Préparation de l'inoculum
Les boues activées provenant d'une installation de traitement traitant des eaux usées principalement
domestiques constituent une source appropriée d'inoculum. Ces boues proviennent d'un environnement
aérobie actif et sont disponibles sur une zone géographique étendue dans laquelle on doit soumettre à
essai un large éventail de matériaux plastiques. Lorsqu'on doit déterminer la biodégradation dans un
système de traitement des eaux usées spécifique, prélever l'inoculum dans l'environnement en question.
Prélever un échantillon de boue activée dans une installation de traitement des eaux usées
convenablement exploitée ou dans une installation expérimentale traitant principalement des eaux
usées domestiques. Bien mélanger, conserver l'échantillon dans des conditions aérobies et l'utiliser, de
préférence, le jour du prélèvement (en l'espace de 72 h).
Avant utilisation, déterminer la concentration en matières solides en suspension (utiliser, par exemple,
[4]
l'ISO 11923 ). Si nécessaire, concentrer la boue par sédimentation de façon que le volume de boue ajouté
à l'échantillon soit minimal. Ajouter un volume approprié pour obtenir entre 30 mg/l et 1 000 mg/l de
matières solides en suspension dans le mélange final.
Si la respiration endogène de l’inoculum est trop élevée, stabiliser l’inoculum par aération avant usage.
Harmoniser la température d’essai avec l’inoculum utilisé.
Il peut être utile de déterminer les unités formant colonie (cfu) de l'inoculum utilisé. Il convient, de
3 6
préférence, que le mélange d'essai contienne environ 10 cfu/ml à 10 cfu/ml.
Lorsqu'il faut simuler des processus de biodégradation dans un environnement naturel ou effectuer
un bilan de carbone (voir l’Annexe E), il est recommandé d'utiliser une concentration d'inoculum en
matières solides en suspension de 30 mg/l. Étant donné que les matières solides peuvent influer sur le
bilan de carbone, il est recommandé de préparer l'inoculum selon le mode opératoire suivant. Prélever
500 ml de boue activée et homogénéiser pendant 2 min à moyenne vitesse dans un malaxeur ou un
mélangeur adéquat à haute vitesse. Laisser décanter jusqu'à ce que le surnageant ne contienne plus de
quantités significatives de matières en suspension, mais en tout cas pendant au moins 30 min. Décanter
un volume suffisant de surnageant et l'ajouter aux fioles d'essai pour obtenir une concentration de 1 %
à 5 % en fraction volumique dans le milieu d'essai. Éviter de laisser passer les particules de boue.
L'inoculum peut être préconditionné mais, en principe, il convient de ne pas utiliser d'inoculum pré-
exposé, en particulier dans le cas des essais normalisés simulant la biodégradation en milieu naturel.
Selon le but de l'essai, il est également possible d'utiliser un inoculum pré-exposé à condition que cela
soit clairement indiqué dans le rapport d'essai (par exemple, pourcentage de biodégradation = x %, en
utilisant des inoculums pré-exposés) et que la méthode de pré-exposition soit détaillée dans le rapport
d'essai. Les inoculums pré-exposés peuvent être obtenus lors d'essais de biodégradation appropriés
[8]
(voir l’ISO/TR 15462 ) conduits en laboratoire dans des conditions variées, ou à partir d'échantillons
prélevés dans des emplacements où prévalent les conditions environnementales adéquates (par
exemple, zones contaminées ou installations de traitement industrielles).
8.4 Essai
Prévoir un nombre de fioles tel que l'essai comprenne au moins:
a) trois fioles d'essai pour le matériau d'essai (symbole F );
T
b) trois fioles pour le blanc (symbole F );
B
c) deux fioles pour vérifier l'activité de l'inoculum au moyen d'un matériau de référence (symbole F );
C
et, si nécessaire:
d) une fiole destinée à la mise en évidence d'une éventuelle dégradation abiotique ou de toute
transformation non biologique du matériau d'essai comme l'hydrolyse (symbole F ). La solution
s
d'essai dans F doit être stérilisée, par exemple, par passage en autoclave ou par addition d'un
s
composé inorganique toxique approprié permettant d'empêcher toute activité microbienne.
Utiliser, par exemple, 5 ml/l d'une solution contenant 10 g/l de chlorure de mercure(II) (HgCl ).
Ajouter la même quantité de substance toxique pendant l'essai, si nécessaire.
e) une fiole comme témoin négatif (symbole F ) utilisant une substance polymère non biodégradable
N
(par exemple, polyéthylène) sous la même forme que celle du matériau d'essai.
8 © ISO 2019 – Tous droits réservés

f) une fiole pour la mise en évidence d'un éventuel effet inhibiteur du matériau d'essai sur l'activité
microbienne (symbole F ). Veiller à ce que le rapport du carbone provenant du matériau d'essai et
I
du matériau de référence, à l'azote contenu dans le milieu, soit d'au moins C:N = 40:1. Ajouter de
l'azote, si nécessaire.
Ajouter dans les fioles d'essai les quantités appropriées de milieu d'essai (6.2) et d'inoculum (8.3)
conformément au Tableau 1.
Mesurer le pH dans les fioles et l'ajuster à 7, si nécessaire. Ajouter l'absorbant du dioxyde de carbone
(6.4) dans les compartiments d'absorption du respiromètre (voir l’Annexe C). Ajouter le matériau
d'essai (8.1), le matériau de référence et le matériau témoin négatif (8.2) dans les fioles respectives
selon le Tableau 1. Si l'on doit effectuer un bilan de carbone (voir l’Annexe E), prélever un volume connu
et suffisant de milieu ensemencé dans chaque fiole ou dans chacune des fioles supplémentaires utilisées
pour déterminer le COD et la biomasse au début et à la fin de la période d'incubation. Tenir compte du
volume prélevé lors de l'ajustement du volume final ou du calcul des résultats d'essai.
Placer les fioles dans un environnement à température constante (voir l'Article 5) et laisser tous les
récipients atteindre la température voulue. Procéder aux raccordements nécessaires, boucher les fioles,
les mettre dans le respiromètre et démarrer l'agitateur.
Effectuer les relevés nécessaires sur les manomètres (en cas de fonctionnement manuel) et vérifier que
l'enregistreur de consommation d'oxygène fonctionne convenablement (respiromètre automatique).
Une autre solution consiste à utiliser le modèle de flacon fermé à deux phases, décrit dans l'Annexe D.
Tableau 1 — Répartition finale des matériaux d'essai et des matériaux de référence
Matériau de réfé-
Fiole Matériau d'essai Inoculum
rence
F  Essai + – +
T
F  Essai + – +
T
F  Essai + – +
T
F  Blanc – – +
B
F  Blanc – – +
B
F  Blanc – – +
B
F  Vérification de l'activité de l'inoculum – + +
C
F  Vérification de l'activité de l'inoculum – + +
C
F  Mise en évidence d'une dégradation abiotique
S
+ – –
(facultative)
F  Mise en évidence d'un effet inhibiteur
I
+ + +
(facultative)
F  Témoin négatif (facultatif) – + +
N
Si la DBO atteint un niveau constant (phase stationnaire atteinte) et que l'on présume que la
biodégradation est maximale, on considère que l'essai est terminé. Typiquement la période d'essai ne
doit pas dépasser de 2 mois. Cependant, si une biodégradation significative continue à être observée
et que la phase stationnaire n'a pas été atteinte après cette période, l'essai peut être prolongé, mais
pas plus de 6 mois. En cas de longues durées d'essai, une attention particulière doit être accordée à
l'équipement technique (par exemple, étanchéité des récipients d'essai et des raccordements).
Au terme de l'essai, mesurer le pH et immédiatement déterminer les concentrations en nitrate et nitrite
dans les fioles F (voir le paragraphe ci-dessous) ou prendre des échantillons conservés de manière
T
adéquate. Utiliser ces valeurs pour corriger le taux de biodégradation calculé s'il y a eu nitrification
(voir l’Annexe B).
L'allylthio-urée ne peut inhiber la nitrification que pendant de courtes durées d'incubation car ce
produit est biodégradable. Par conséquent, il n'est pas recommandé d'en ajouter pour empêcher la
nitrification. Toutefois, l'expérience montre qu'avec de faibles concentrations en inoculum [une fraction
volumique d’environ 1 %], la nitrification ne se produit pas, même si l'on prolonge la durée d'incubation
sans utilisation d'inhibiteur.
Il est également possible de déterminer le dioxyde de carbone absorbé dans l'adsorbeur à la fin de l'essai
(voir l'Annexe G).
9 Calcul et expression des résultats
9.1 Calcul
Relever les valeurs de la consommation d'oxygène dans chacune des fioles selon la méthode indiquée
par le fabricant pour le type considéré de respiromètre. Calculer la demande biochimique en oxygène
spécifique (DBO ) du matériau d'essai, sous la forme de la différence entre la consommation d'oxygène
S
dans les fioles F et les blancs F , divisée par la concentration du matériau d'essai, à l’aide de la
T B
Formule (1):
BODB− OD
ttB
BOD = (1)
S
ρ
TC
où
BOD est la DBO spécifique, en milligrammes par gramme de matériau d'essai;
S
BOD est la DBO des fioles FT qui contiennent le matériau d'essai à l'instant t, en milligrammes
t
par litre;
BOD est la DBO du blanc F à l'instant t, en milligrammes par litre;
Bt B
ρ est la concentration du matériau d'essai dans le mélange réactionnel contenu dans la
TC
fiole FT, en grammes par litre
Calculer le pourcentage de biodégradation Dt sous la forme du rapport de la demande biochimique
en oxygène spécifique à la demande théorique en oxygène (DThO, en milligrammes par gramme de
matériau d'essai) à l’aide de la Formule (2):
BOD
S
D =×100 (2)
t
ThOD
Calculer, de la même façon, la DBO et la biodégradation du matériau de référence F et, le cas échéant, la
C
valeur de la dégradation abiotique F , de l'effet inhibiteur F et du témoin négatif F .
S I N
Pour le calcul de la DThO, voir l'Annexe A. Si l'on détermine des concentrations élevées en nitrite et
nitrate, tenir compte de la demande en oxygène due à la nitrification (voir l’Annexe B). Si l'on doit
effectuer un bilan de carbone, utiliser les informations données dans l'Annexe E.
9.2 Expression et interprétation des résultats
Représenter sous forme tabulaire les valeurs de mesure de la DBO et les pourcentages de biodégradation
pour chaque intervalle de mesure et chaque fiole d'essai. Pour chaque récipient, tracer une courbe de
la DBO et une courbe de la biodégradation en pourcentage en fonction du temps. Si l'on obtient des
résultats comparables pour les fioles en double, il est possible de tracer une courbe moyenne.
Le niveau maximal de biodégradation, déterminé sous la forme d'une valeur moyenne de la phase
stationnaire de la courbe de biodégradation ou sous la forme de la valeur la plus élevée, comme lorsque
la courbe décroît ou continue de croître légèrement dans la phase stationnaire, caractérise le taux
de biodégradation du matériau d'essai. Si un bilan de carbone a été effectué, le résultat ainsi obtenu
caractérise le taux total de biodégradation.
10 © ISO 2019 – Tous droits réservés

La mouillabilité et la forme du matériau d'essai pouvant influer sur le résultat obtenu, le mode
opératoire d'essai peut se limiter à une comparaison de matériaux plastiques ayant une structure
chimique similaire.
Il peut s'avérer utile de disposer d'informations relatives à la toxicité du matériau d'essai pour
interpréter les résultats d'essai qui indiquent une faible biodégradabilité.
10 Validité des résultats
On considè
...